TABLE DES ANNEXES Annexe 1 : Questionnaire d'enquête

et 30 JPP. .

 1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum [START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure 2 : évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique [START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) [START_REF] Foley | Integrated analysis of the local and systemic changes preceding the development of post-partum cytological endometritis[END_REF] .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes [START_REF] Ferney | Indications médicales des Prostaglandines[END_REF])......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) [START_REF] Fay | Blood levels of 15-KETO-13,14-DIHYDRO-PROSTAGLANDIN FZcl during the postpartum period in primiparous cows[END_REF] ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum [START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF]) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage [START_REF] Zhang | 34 JPP : col congestionné, ouvert, hétérogène avec glaires opalescentes purulentes. Diagnostic d'infection utérine. 41 JPP : col ouvert, homogène, rose pâle. Aucun retard d'involution à ce stade. Annexe 8 : Évolution de l'involution cervicale observée à l'AlphaVision de la vache 1805 à 30[END_REF]) ........................... Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum [START_REF] Fonseca | Reproductive Traits of Holsteins and Jerseys. Effects of Age, Milk Yield, and Clinical Abnormalities on Involution of Cervix and Uterus, Ovulation, Estrous Cycles, Detection of Estrus, Conception Rate, and Days Open[END_REF] 

INTRODUCTION

Chez la vache l'utérus pèse 9kg au moment du vêlage, et 1kg 3 ou 4 semaines plus tard : c'est le phénomène d'involution utérine [START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]. A 30 jours postpartum, dans le cadre du suivi de la reproduction des troupeaux, une exploration rectale permet de juger d'un éventuel retard d'involution utérine : à ce stade, l'utérus doit être regroupable dans le creux de la main et être revenu complètement dans la filière pelvienne. Tout retard d'involution utérine se traduit par l'apparition d'une infection utérine et d'une augmentation de l'intervalle vêlageinsémination fécondante voire d'une stérilité définitive [START_REF] Mateus | Influence of puerperal uterine infection on uterine involution and postpartum ovarian activity in dairy cows[END_REF][START_REF] Deguillaume | L'inflammation génitale post-partum de la vache[END_REF][START_REF] Seegers | Conséquences zootechniques et impact économique des métrites et des endométrites en élevage bovin laitier[END_REF] Les auteurs distinguent une involution utérine macroscopique de l'involution utérine qui se poursuit microscopiquement plus longtemps. La durée moyenne de l'involution utérine macroscopique varie de 25 jours [START_REF] Miettinen | Uterine Involution in Finnish Dairy Cows[END_REF]) à 40 jours [START_REF] Okano | Post partum uterine involution in the cow[END_REF][START_REF] Call | Involution of the uterus of dairy cattle[END_REF]). L'involution utérine à l'échelle microscopique s'étend elle jusqu'à 50-60 jours postpartum. Elle est considérée comme terminée lorsque l'appareil génital est dans la cavité pelvienne, le col ne varie plus de diamètre, les cornes sont symétriques ou presque. [START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF] La réduction de taille implique une migration spatiale des différentes parties de l'utérus : les cornes utérines migrent de la cavité abdominale à la cavité pelvienne, sur le bord antérieur du pubis. Cette migration doit se réaliser dans les 15 jours postpartum [START_REF] Miettinen | Uterine Involution in Finnish Dairy Cows[END_REF]). Dès lors que cette migration a eu lieu, la plus grande partie de l'involution utérine observable est faite. Au-delà de 25-30 jours, les auteurs s'accordent à dire qu'aucun changement ne peut être décelé par palpation transrectale [START_REF] Moller | A review of uterine involution and ovarian activity during the postparturient period in the cow[END_REF][START_REF] Miettinen | Uterine Involution in Finnish Dairy Cows[END_REF]). L'utérus est donc dans la cavité pelvienne avec des cornes sensiblement symétriques.

Figure 2 : évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique [START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] Les images suivantes (Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) présentent les différents aspects macroscopiques normaux de l'utérus au cours de l'involution : L'involution du col se déroule en parallèle et est plus lente : entre 30 jours ( [START_REF] Miettinen | Uterine Involution in Finnish Dairy Cows[END_REF]) et 50-60 jours [START_REF] Tainturier | Pathologie de la reproduction de la vache[END_REF]. Une diminution de diamètre est rapportée ainsi que des modifications morphologiques. D'après [START_REF] Elmetwally | Uterine Involution and Ovarian Activity in Postpartum Holstein Dairy Cows[END_REF], le diamètre du col passe de 15 cm à J2 à 7-8 cm au trentième jours post-partum puis 5-6 cm au soixantième jour. [START_REF] Wehrend | Cervimetry and ultrasonographic observations of the cervix regression in dairy cows during the first 10 days post partum[END_REF] étudient les changements morphologiques du col au cours de son involution et décrivent une réduction drastique de son diamètre dans les 16 heures postpartum ; une rétractation crânio-caudale dans les deux jours suivant le vêlage ; la poursuite de cette rétractation cranio-caudale avec l'apparition de plis et replis ainsi qu'une nouvelle ouverture du col entre 10 et 15 jours postpartum tout en maintenant sa structure en plis. Le col étant la barrière physique séparant l'utérus du milieu extérieur, sa bonne involution est nécessaire. [START_REF] Miettinen | Uterine Involution in Finnish Dairy Cows[END_REF][START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF]). La majorité du volume est évacué entre le vêlage et le troisième jour du postpartum. Le volume diminue ensuite et plus aucune décharge vaginale ne doit être observable à partir de 14-18 jours postpartum. Aucune odeur nauséabonde ne doit être associée à ce phénomène de vidange de l'utérus. Les caractéristiques des lochies en fonction du nombre de jours postpartum sont regroupées dans le Tableau 2.

Tableau 2 : cinétique de l'élimination des lochies chez la vache au cours du postpartum [START_REF] Slama | Involution utérine chez les femelles domestiques : étude comparée[END_REF] Nombre de jours postpartum Volume des lochies quotidien Couleur des lochies 

Modifications histologiques nécessaires

La paroi de l'utérus se compose de 3 couches successives (cf. Figure 4) : -L'endomètre, qui constitue la muqueuse, en contact avec la lumière utérine -Le myomètre, composé de fibres musculaires lisses et de vaisseaux sanguins -Le périmètre, qui constitue l'adventice ou la séreuse, en contact avec la cavité abdominale L'épithélium de l'endomètre présente de petites protrusions à sa surface appelées caroncules. Ces structures apparaissent au cours de la gestation et cicatrisent ensuite. Elles constituent la base d'échanges mère-foetus via notamment les cotylédons qui s'imbriquent avec la caroncule au cours de la gestation.

Au cours de l'involution utérine, l'endomètre est entièrement régénéré à la suite de la nécrose des cotylédons (ou masse caronculaire) et des caroncules. Le myomètre quant à lui participe activement aux contractions utérines. Ils subissent donc des modifications histologiques importantes au cours de l'involution utérine, expliquant les phénomènes macroscopiques observés.

2.1 Modifications de l'afflux sanguin et modifications morphologiques des cellules musculaires au sein du myomètre

Les cellules musculaires du myomètre sont actrices de la réduction drastique de la taille de l'utérus en diminuant leur propre taille. D'après [START_REF] Tainturier | Pathologie de la reproduction de la vache[END_REF], les cellules du myomètre passent de 760 µm à 400 µm en 24 heures puis 200 µm en 48 heures, et sont de retour à leur taille normale au troisième jour postpartum, entre 50 et 150 µm. En accord avec ce phénomène, [START_REF] Moller | A review of uterine involution and ovarian activity during the postparturient period in the cow[END_REF] évoque une réduction par 4 de la taille des fibres musculaires en trois jour postpartum. Plusieurs autres auteurs appuient l'importance de la diminution drastique de la taille des fibres musculaires, notamment dans leur longueur (Wojciech Pawlina, MD 2019; Sharma, Singh 2020).

La quantité de collagène, élément constitutif du tissu conjonctif, est multipliée par 5 au cours de la gestation. Sa dégradation par les fibroblastes, ses cellules productrices, est essentielle à l'involution utérine et au retour de l'utérus à son état pré-gestationnel. Des collagénases cellulaires vont donc initier sa dégradation, et les macrophages vont le phagocyter ensuite [START_REF] Kaidi | Uterine collagen during involution in cattle[END_REF][START_REF] Pawlina | Histology a text and atlas[END_REF][START_REF] Slama | Involution utérine chez les femelles domestiques : étude comparée[END_REF]. La dégradation débute 2 jours avant le part, est à son maximum 8 jours après puis décroit au cours des 5 semaines postpartum suivantes [START_REF] Kaidi | Uterine collagen during involution in cattle[END_REF]. Son élimination de l'organisme se fait alors par le biais des urines [START_REF] Slama | Involution utérine chez les femelles domestiques : étude comparée[END_REF]. [START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF][START_REF] Kindahl | Intrauterine Bacterial Findings and Hormonal Profiles In PP Cows[END_REF][START_REF] Földi | Bacterial complications of postpartum uterine involution in cattle[END_REF]. La croissance bactérienne est maximale au cours de la deuxième semaine postpartum [START_REF] Kindahl | Intrauterine Bacterial Findings and Hormonal Profiles In PP Cows[END_REF]. Plusieurs lésions sont initiées par les bactéries au cours de la contamination via des adhérences bactériennes à l'endomètre, la colonisation de l'épithélium, la sécrétion de toxines et d'enzymes. Les défenses utérines vont cependant assurer l'élimination de la contamination et la réversibilité des lésions [START_REF] Földi | Bacterial complications of postpartum uterine involution in cattle[END_REF]). -Le pyomètre : il s'agit d'une accumulation purulente ou mucopurulente dans la lumière utérine associé à un col utérin clos et un corps jaune sur l'un des ovaires. L'apparition d'une de ces infections utérines est associée à un retard d'involution utérine comme le montre [START_REF] Mateus | Influence of puerperal uterine infection on uterine involution and postpartum ovarian activity in dairy cows[END_REF]. Ces infections utérines sont fréquemment rencontrées en élevage. [START_REF] Sheldon | Uterine diseases in cattle after parturition[END_REF] ont au cours de leur travail synthétisé les prévalences observées d'après différentes études (Figure 5). Leur fonction, au coeur de la réaction immunitaire innée, réside en deux rôles essentiels à l'involution utérine : la sécrétion de cytokines et la phagocytose [START_REF] Pascottini | Modulation of immune function in the bovine uterus peripartum[END_REF]. Ainsi les macrophages sont les premières cellules en contact avec les agents pathogènes [START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF]. Leur liaison avec les antigènes entraîne la production de cytokines inflammatoires qui vont recruter les polynucléaires neutrophiles ainsi que les différents acteurs de l'inflammation. Ils vont également effectuer la phagocytose des débris cellulaires et des agents pathogènes présents dans le milieu utérin. Les macrophages interviennent également au cours de la réaction immunitaire adaptative en étant des cellules présentatrices d'antigènes pour les anticorps et réalisent le phénomène d'opsonisation (processus biochimique selon lequel les molécules s'attachent à la membrane de la cellule cible pour favoriser sa phagocytose).

Les granulocytes neutrophiles

Les granulocytes neutrophiles représentent la principale ligne de défense de l'utérus. Il s'agit de cellules immunitaires de la lignée des leucocytes provenant de la moelle épinière. Ils régissent l'élimination spontanée de la contamination bactérienne au cours du postpartum [START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF]. 

Ils

Les lymphocytes

Les lymphocytes sont des cellules immunitaires de la famille des leucocytes. Ils sont acteurs de l'immunité adaptative. Deux principaux types de lymphocytes se distinguent : les lymphocytes de type B et les lymphocytes de type T. Les lymphocytes B se différencient au cours de la réaction immunitaire en plasmocytes producteurs d'anticorps ou immunoglobulines (Ig) et en lymphocytes B mémoire. Les anticorps apparaissent dans l'ordre suivant au coeur de l'utérus : les Ig M, les Ig A puis les Ig G. Ces dernières sont dominantes au coeur de la lumière utérine et notamment au niveau de la surface de l'endomètre. Les Ig A sont, elles, surtout retrouvées au sein du vagin. Les lymphocytes T ont une activité cytotoxique : ils détruisent les agents pathogènes. Ils sont également à l'origine de la sécrétion de cytokines favorisant la prolifération et la différenciation des lymphocytes B [START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF]. [START_REF] Gilbert | Dynamics of postpartum endometrial cytology and bacteriology and their relationship to fertility in dairy cows[END_REF] ont mis en évidence le fait que le taux de lymphocytes présents dans l'utérus augmente progressivement au cours du postpartum pour être maximum à la 7 ème semaine.

Les récepteurs cellulaires

Les récepteurs cellulaires sont des éléments constitutifs de la membrane cellulaire. Ils reconnaissent différents motifs pathogènes permettant la transmission de messages cellulaires articulant la réaction inflammatoire, et notamment la réaction immunitaire innée. Deux familles de récepteurs ont été étudiés et mises en évidence au sein de l'utérus [START_REF] Sheldon | Postpartum uterine infection and endometritis in dairy cattle[END_REF]. Le Toll-like récepteur est présent à la surface des cellules de l'endomètre (épithélium et stroma). Il lie des composants bactériens membranaires comme le lipopolysaccharide, des lipopeptides et nucléotides. La liaison de ces molécules pathogènes entraîne la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires par la cellule porteuse du récepteur. L'inflammasome constitue quant à lui un complexe protéique activé par la liaison avec les agents pathogènes du milieu via leurs molécules de surface. Il peut également être activé lors de changements ioniques environnementaux provoqués par les toxines bactériennes. Une fois activé, ce complexe induit également la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires par la cellule porteuse.

Les protéines de la phase aiguë de l'inflammation

Les protéines de la phase aiguë de l'inflammation sont produites par le foie à la suite d'une stimulation par les cytokines pro-inflammatoires. Parmi ces protéines, l'haptoglobine, l'α-acid glycoprotéine, la ceruloplasmine ont été mise en évidence chez la vache, surtout en présence de bactéries comme E.coli et T. pyogenes. Elles permettent de restaurer l'homéostasie de l'utérus en attirant les cellules phagocytaires sur le lieu de l'inflammation et leur effet anti-microbien. Le taux de protéines de la phase aiguë de l'inflammation décroit au fur et à mesure du postpartum et de l'involution utérine [START_REF] Hammon | Neutrophil function and energy status in Holstein cows with uterine health disorders[END_REF]).

Les cytokines pro-inflammatoires

Les cytokines sont des protéines, de taille variable, dites de « communication ». En effet, elles sont produites en réponse à un message cellulaire et transmettent elles-mêmes des messages. Elles interviennent au cours de la réaction inflammatoire innée et de la réaction immunitaire adaptative. Les cellules productrices de cytokines sont nombreuses : macrophages dont ceux du tissu endométrial, neutrophiles, lymphocytes [START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF]. Les macrophages sont les premières cellules induisant leur production sur le site de l'inflammation. Ainsi, comme expliqué précédemment, leur production va être induite par la liaison de l'antigène à la surface du macrophage. Ces métabolites sont alors responsables de l'état pro-inflammatoire de l'utérus au cours du postpartum. La mise en place d'un gradient de cytokines va s'initier dans le milieu utérin puis dans le compartiment vasculaire : les leucocytes neutrophiles vont être recrutés par leucotactisme ainsi que d'autres cellules inflammatoires comme les lymphocytes par chimiotactisme. [START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF] explique que les cytokines induisent de plus, la production de prostaglandines PGF2α et PGE2 par l'épithélium utérin.

Plusieurs cytokines se distinguent par des caractéristiques qui leurs sont propres au cours du postpartum : le TNF-α (Tumor Necrosis Factor), les interleukines (IL) dont l'IL-1, l'IL-2, l'IL-6 et l'IL-8. Ainsi le TNF-α est la cytokine produite par les macrophages et induisant la sécrétion d'IL-1 et d'IL-6, via les récepteurs cellulaires Toll-like et l'inflammasome notamment [START_REF] Sheldon | Postpartum uterine infection and endometritis in dairy cattle[END_REF]. L'IL-1 intervient au cours de la réaction immunitaire innée en exerçant un chimiotactisme pro-inflammatoire. L'IL-6 favorise quant à elle, la production hépatique de protéines de la phase aiguë de l'inflammation, intervenant également au cours de la réaction inflammatoire innée. [START_REF] Sheldon | Defining postpartum uterine disease in cattle[END_REF] expliquent également que l'IL-8 est essentiel au recrutement des granulocytes neutrophiles au coeur de l'utérus au cours du postpartum. L'IL-2 intervient au cours de la réaction immunitaire adaptative : elle est notamment sécrétée par les lymphocytes T et participe à l'activation des lymphocytes B en plasmocytes et à leur clonage [START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF].

Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).

Les eicosanoïdes dont les prostaglandines

Les eicosanoïdes sont des acides gras insaturés hydroxylés issus du métabolisme de l'acide arachidonique. Leurs rôles sont diverses et en opposition selon les métabolites. Parmi eux, il faut distinguer : les prostaglandines de type F et de type E (PGF2α et PGE2), de type I (PGI2) ou prostacycline, le leucotriène (LTB4) et le thromboxane (TBX2).

Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes [START_REF] Ferney | Indications médicales des Prostaglandines[END_REF] Les eicosanoïdes sont sécrétés par l'endomètre utérin, plus précisément par les caroncules [START_REF] Bencharif | Prostaglandines et post-partum chez la vache[END_REF][START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF]). [START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] relatent également une production au niveau des cellules binucléées de l'allantochorion foetal. Ces cellules sont aussi capables de métaboliser la PGF2α en PGE2.

De manière générale, ces métabolites affectent la dynamique bactérienne au sein de l'utérus et le déroulement de l'involution utérine [START_REF] Slama | Involution utérine chez les femelles domestiques : étude comparée[END_REF]). La gestion de la contamination bactérienne est en effet dépendante de leurs actions immunomodulatrices.

Les prostaglandines de type PGF2α sont les eicosanoïdes les plus étudiés. Leur fonction est immunostimulante au cours du postpartum. En effet, elles stimulent le chimiotactisme des leucocytes et la capacité d'ingestion des neutrophiles [START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF]. Elles favorisent également la contractilité des cellules musculaires du myomètre et donc les contractions utérines [START_REF] Ferney | Indications médicales des Prostaglandines[END_REF]. Cette propriété est cependant sujette à controverse aujourd'hui et sera évoquée plus bas (cf. page 44). Elles sont de plus, à l'origine de la lyse du corps jaune gestationnel et du retour à un environnement hormonal oestrogénique :

meilleure défense immunitaire locale de l'utérus, comme cité précédemment. [START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] décrivent la cinétique du taux de prostaglandines au sein de l'utérus : la quantité de PGF2α augmente de manière importante 24-48 heures avant le part ; elle est maintenue élevée, 500-600 pg/ml environ, au cours des 7 à 15 jours du postpartum ; elle diminue ensuite progressivement jusqu'à son niveau basal, 10 pg/ml environ, au 21 ème jour postpartum. Le retour au niveau basal marque alors la fin de l'involution utérine. [START_REF] Lindell | Post-partum release of prostaglandin F2α and uterine involution in the cow[END_REF] ont montré que le taux de PGF2α demeure en effet élevé jusqu'au 10 ème à 20 ème jour postpartum. En accord avec cela, [START_REF] Bencharif | Prostaglandines et post-partum chez la vache[END_REF] affirment que le niveau basal est atteint au 20 ème jour postpartum. H. [START_REF] Kindahl | Intrauterine Bacterial Findings and Hormonal Profiles In PP Cows[END_REF] expose quant à lui un intervalle de temps plus grand dans lequel le taux de PGF2α peut rester élevé : il s'étend de 7 à 28 jours postpartum.

Le taux de PGF2α au sein de l'utérus a été indirectement mis en relation avec un retard d'involution utérine. Ainsi, le taux de PGF2α est inversement proportionnel à la durée d'involution utérine : plus le taux de PGF2α est élevé au cours du postpartum, plus rapide sera l'involution utérine [START_REF] Fay | Blood levels of 15-KETO-13,14-DIHYDRO-PROSTAGLANDIN FZcl during the postpartum period in primiparous cows[END_REF][START_REF] Kindahl | Intrauterine Bacterial Findings and Hormonal Profiles In PP Cows[END_REF].

Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) [START_REF] Fay | Blood levels of 15-KETO-13,14-DIHYDRO-PROSTAGLANDIN FZcl during the postpartum period in primiparous cows[END_REF] Les prostaglandines E2 ou PGE2 ont quant à elles un rôle antagonique au cours de l'involution utérine. Les auteurs s'accordent sur la complexité de l'axe utérus-ovaires. Certains mécanismes régissant l'influence de l'involution utérine sur la reprise de l'activité ovarienne demeurent incompris ce jour. 2009) expliquent en effet que la palpation transrectale ne permet pas une bonne identification des animaux malades (retard d'involution léger, métrite ou endométrite sans hypertrophie utérine associée, etc.). Ils ajoutent de plus qu'il y a de nombreux faux positifs notamment à cause de la variabilité individuelle des vaches. Le diamètre du col semble être le critère diagnostic le plus intéressant par ailleurs avec une bonne valeur prédictive positive (~70%) mais une faible sensibilité (36%) (Chastant-Maillard, Deguillaume 2012).

Échographie par voie transrectale

Comme le spécifient [START_REF] Meira | Comparison of ultrasonography and histopathology for the diagnosis of endometritis in Holstein-Friesian cows[END_REF], l'échographie transrectale est une technique peu invasive, pratique et objective pour suivre l'involution utérine. La sonde généralement utilisée est une sonde linéaire de 7,5 MHz. Plusieurs critères peuvent être utilisés pour déceler un retard d'involution ainsi qu'une endométrite par exemple : la taille du col, la taille des cornes, la présence de liquide utérin, son aspect échogène. [START_REF] Kasimanickam | Endometrial cytology and ultrasonography for the detection of subclinical endometritis in postpartum dairy cows[END_REF] ont pu corréler positivement le volume de liquide intrautérin hyperéchogène avec plus ou moins de spots hyperéchogènes à une sécrétion bactérienne et un retard d'involution utérine. De nombreux auteurs estiment que l'échographie présente une sensibilité et une spécificité respectables à partir de 3 semaines postpartum en énumérant cependant des limites à cette méthode. Ainsi, Hanzen (2004) explique que le non diagnostic par échographie peut sous-estimer la prévalence vraie d'endométrite car les images obtenues dépendent de la quantité de liquide et du degré d'endométrite. Il conseille alors d'associer cette méthode à l'utilisation d'un vaginoscope. [START_REF] Barlund | A comparison of diagnostic techniques for postpartum endometritis in dairy cattle[END_REF] considèrent eux que la présence de liquide dans l'utérus est un mauvais critère diagnostic étant donné qu'elle peut être associée au cycle oestral ou un kyste utérin et non à un retard d'involution utérine : il y a une surestimation diagnostique avec de nombreux faux-positifs. Ils ajoutent de plus que la corrélation est faible avec les résultats obtenus par cytobrosse endométriale, méthode cytologique de référence dite « gold standard ». Selon les critères utilisés, comme la présence de liquide dans la lumière utérine, seulement 1/3 des vaches diagnostiquées en retard d'involution ou en endométrite le sont réellement d'après [START_REF] Deguillaume | Comment bien diagnostiquer les endométrites chez la vache ?[END_REF]. Cette méthode possède donc de nombreuses limites. [START_REF] Meira | Comparison of ultrasonography and histopathology for the diagnosis of endometritis in Holstein-Friesian cows[END_REF] considèrent tout de même l'échographie par voie transrectale comme un bon reflet de la santé utérine en associant présence de liquide hyperéchogène et taille du col (>7,5 cm) comme critères, conférant alors une plus grande spécificité diagnostique qu'un des deux critères seuls. 

Cytologie

La cytologie consiste à prélever à l'aide d'une cytobrosse ou d'un lavage utérin les cellules environnantes du milieu. Le prélèvement est ensuite étalé sur lame et observé au microscope après coloration de Giemsa. La méthode diagnostique de retard d'involution utérine et d'endométrite subclinique repose sur la proportion de polynucléaires neutrophiles au sein de l'échantillon. Ces cellules de l'inflammation sont, rappelons-le, les piliers de l'involution utérine. La méthode cytologique s'appuie sur un pourcentage seuil en polynucléaires neutrophiles (PNN) au sein de l'échantillon en fonction du stade postpartum.

Tableau 6 : Seuil pathologique de polynucléaires neutrophiles selon le stade postpartum [START_REF] Sheldon | Defining postpartum uterine disease in cattle[END_REF]) Dans un premier temps, un travail d'enquête auprès des praticiens a été entrepris pour recenser les méthodes diagnostiques utilisées aujourd'hui et l'usage de l'AlphaVision. Ensuite, des suivis d'involution utérine ont été réalisés en élevage pour comparer les méthodes diagnostiques en pratique.

Nombre

I-

Recensement des pratiques vétérinaires actuelles sur le suivi de l'involution utérine via une enquête

MATERIEL ET METHODES

Un questionnaire anonyme a été élaboré pour établir les pratiques actuelles des vétérinaires au cours des suivis de reproduction en France. L'objectif est de voir si l'AlphaVision peut répondre aux attentes des praticiens dans son usage en faisant un état des lieux des pratiques quotidiennes en place : quels outils (palpation, échographie, Metricheck, vaginoscope, main gantée) sont utilisés dans le suivi de l'involution, quel temps est accordé à chaque animal, etc.

Le questionnaire a été réalisé à l'aide du logiciel GoogleForm et comporte 8 questions (Annexe 1). Il a été diffusé via le site VetoFocus, les réseaux sociaux de la SNGTV Bretagne et via la sollicitation des étudiants en stage dans des cliniques rurales auprès des vétérinaires. Les vétérinaires étaient alors libres d'y répondre. Plusieurs relances ont été effectuées.

RESULTATS

Au total, 68 réponses de praticiens ruraux ou mixtes ont été obtenues, répartis sur le territoire français. Le taux de réponse est difficile à définir étant donné qu'aucune limite de personnes interrogées n'a été établie préalablement. En tenant compte du bilan démographique 2022 de la population vétérinaire réalisé par l'Ordre National des Vétérinaires, les animaux de rente concernaient 3494 praticiens. Ramené à ce chiffre, le taux de réponse est de l'ordre de 1,9 % (68/3494) ce qui est très faible. Cependant, le questionnaire ciblait les vétérinaires réalisant le suivi de l'involution utérine au cours des suivis de reproduction des troupeaux bovins. Cette population est difficile à estimer en absence de leur recensement.

Les départements suivants sont ainsi représentés (Figure 28 1), Echo+ fouille vaginale + Metricheck (1), PTR + Echo + vaginoscope + fouille vaginale (1), Echo + vaginoscope (1), PTR + vaginoscope + fouille vaginale ( 1) + PTR + vaginoscope + Metricheck (1) La durée moyenne octroyée à chaque examen varie d'un praticien à l'autre. Il s'agit d'une estimation subjective par chacun. Il en ressort alors les résultats suivants : 14 praticiens accordent moins de 30 secondes au contrôle de l'involution utérine, 22 y accordent 1 minute, 18 y accordent 2 minutes et finalement 12 y accordent 3 minutes et plus (5 minutes étant la durée la plus longue rapportée par un praticien). Ces résultats ont été regroupés dans le graphique suivant (Figure 30) : A la question « connaissez-vous l'AlphaVision® ? », seulement 22% ont répondu par l'affirmative. Résumé du travail d'enquête chaque animal. Chaque examen est composé des étapes suivantes :

-Palpation transrectale avec estimation du diamètre transversal du col utérin, de la taille des cornes utérines en déterminant la corne anciennement gravide, l'activité ovarienne en fonction des formations plus ou moins présentes à leur surface. Cette méthode demeure encore largement utilisée par les praticiens de nos jours, comme le montre notre enquête (cf. supra) ; -Échographie transrectale ExaGO avec mesure du diamètre du col, des diamètres des cornes utérines et appréciation de présence de liquide ou non dans leur lumière, de la taille des ovaires et des formations présentes à leur surface ainsi que leur nature. Enregistrement des clichés échographiques associés et des mesures ; -Nettoyage et désinfection de l'aire périnéale pour utiliser l'AlphaVision ; -Insertion de l'AlphaVision dans le vagin, muni de sa chemise sanitaire recouverte de gel lubrifiant, puis observation du vagin et du col utérin. Enregistrement simultané des images.

Une injection d'analogues de la PGF2α a été prescrite aux vaches présentant une infection utérine, et ce, peu importe leur stade postpartum et les formations régnant à la surface de leurs ovaires. En pratique, les éleveurs ne les ont pas réalisées systématiquement. Cette décision a pour but de ne pas laisser les vaches le nécessitant sans traitement pour ne pas pénaliser les éleveurs dans leur performance de reproduction, bien que l'utilité des prostaglandines est discutable comme évoquée en partie bibliographique. -Col ouvert, entrouvert, fermé ; -Couleurs de la muqueuse : rose pâle, rose foncé, congestive ; -Présence de pus ou non (aussi bien en nature que mélangé aux glaires de chaleur), la quantité estimée ; -Col homogène ou hétérogène : régularité des replis de la muqueuse formant les anneaux du col ; -En chaleur ou non, en fonction de la présence ou l'absence de glaire translucide.

La classification est également appliquée aux données de palpation et d'échographie transrectale. Cette classification nous permet alors de définir si l'involution utérine est terminée. Un retard d'involution est objectivé selon les critères suivants :

-Palpation transrectale : cornes utérines encore dans la cavité abdominale à partir de 20 jours postpartum ou lorsqu'au-delà de 30 jours post partum, le col est > 7 cm de diamètre ou les cornes sont dissymétriques ou dans la cavité abdominale ; -Échographie : présence de contenu hyperéchogène dans la lumière utérine ou cornes dissymétriques ou col > 7 cm de diamètre à partir de 30 jours postpartum ; -AlphaVision : présence de pus dès 15 jours postpartum ou oedème du col au-delà de 30 jours postpartum.

Il est important d'établir le diagnostic différentiel de liquide dans la lumière utérine visualisé à l'échographie. Il peut notamment s'agir de glaires de chaleur et de kystes utérins. La nature du liquide est ici déterminée par son échogénicité. Aucun examen cytologique n'étant mis en place dans ce travail, aucun élément ne permet de trancher sur la nature du liquide visualisé à l'échographie. Seul l'aspect échogène vaut comme diagnostic. Col ouvert, rose pâle à rose foncé congestif avec glaire translucide.

Conclusion de l'examen

Bonne involution utérine en cours, cornes encore asymétriques.

Involution utérine en cours, sans retard. En effet, le col présente encore un diamètre élevé par rapport à une vache dont l'involution est terminée selon [START_REF] Miettinen | Uterine Involution in Finnish Dairy Cows[END_REF]. Au regard des autres études citées dans le tableau 1, l'involution peut être considérée comme terminée. -A la palpation transrectale : col à 3 cm de diamètre, cornes symétriques à 2,5 cm de diamètre dans la cavité pelvienne, utérus tonique. Les deux ovaires sont au repos ; -A l'échographie : col à 2,3 cm de diamètre, corne droite à 1,5 cm et la gauche à 1,9 cm, follicule sur l'ovaire droit et ovaire gauche au repos ; -A l'AlphaVision : col ouvert, homogène, rose pâle avec des glaires de chaleur. -A la palpation transrectale : col à 3,5 cm de diamètre, cornes utérines droite et gauche dans la cavité abdominale respectivement à 4 cm et 2 cm de diamètre, ovaire droit au repos, follicule sur l'ovaire gauche ; -A l'échographie : col à 3,2 cm de diamètre, corne droite à 4,3 cm et corne gauche à 1,7 cm, présence d'un follicule de 10 mm sur l'ovaire droit et un de 15 mm sur l'ovaire gauche ; -A l'AlphaVision : col ouvert, homogène, rose pâle avec glaires de chaleur translucides. La vache 4938 est une multipare entamant sa 4 ème lactation. Elle a été examinée à 29 jours postpartum :

-A la palpation transrectale : col à 4 cm, cornes symétriques dans la cavité pelvienne à 2 cm de diamètre, corps jaune sur l'ovaire droit, ovaire gauche au repos ; -A l'échographie : col à 2,6 cm de diamètre, cornes utérines symétriques à 1,8 cm de diamètre, follicule de 14 mm sur l'ovaire droit, ovaire gauche au repos ; -A l'AlphaVision : col ouvert, homogène, rose pâle avec des glaires de chaleur translucides. -A la palpation transrectale : col à 6 cm de diamètre, corne droite à 3 cm de diamètre et la gauche à 3,5 cm dans la cavité abdominale, corps jaune sur l'ovaire droit et ovaire gauche au repos ; -A l'échographie : col à 5,3 cm de diamètre, corne droite à 2,5 cm et la gauche à 3,5 cm de diamètre, corps jaune sur l'ovaire droit, ovaire gauche au repos ; -A l'AlphaVision : col fermé, homogène, rose pâle. La vache 5028 est une primipare vue à 27 jours postpartum. Les observations sont les suivantes : -A la palpation transrectale : col à 3 cm de diamètre, cornes utérines symétriques dans la cavité pelvienne à 2,5 cm de diamètre, ovaires au repos ; -A l'échographie : col à 2,6 cm de diamètre, corne utérine droite à 2,8 cm et corne gauche à 2,1 cm, follicule de 17 mm sur l'ovaire droit et follicule de 18 mm sur l'ovaire gauche ; -A l'AlphaVision : col ouvert, hétérogène, rose pâle à rose foncé, présence de pus sur l'orifice du col en faible quantité. La vache 5173 est une primipare examinée à plusieurs reprises au cours de son involution utérine. A 24 jours postpartum, les observations ont été les suivantes : -A la palpation transrectale : col à 4 cm de diamètre, corne utérine droite à 3 cm et corne gauche à 2,5 cm de diamètre, toutes deux dans la cavité pelvienne, ovaires au repos ; -A l'échographie : col à 3,6 cm de diamètre, cornes symétriques à 2,5 cm, ovaires au repos ; -A l'AlphaVision : col ouvert, congestionné, avec une glaire opalescente blanchâtre ou mucopurulente. Conclusion : un retard d'involution utérine est diagnostiqué grâce à l'AlphaVision. Ni la palpation transrectale ni l'échographie ne parviennent à cette même conclusion.

A 31 jours postpartum :

-A la palpation transrectale : col à 3 cm de diamètre, corne droite à 3 cm et la gauche 2,5 cm de diamètre, follicule sur l'ovaire droit et ovaire gauche au repos ; -A l'échographie : col à 5 cm de diamètre, corne droite à 2,5 cm et gauche à 1,5 cm, corps jaune sur l'ovaire droit et ovaire gauche au repos ; -A l'AlphaVision : col ouvert, rose pâle, glaire purulente. Conclusion : un retard d'involution est diagnostiqué à l'AlphaVision ainsi qu'à la palpation et l'échographie transrectales avec les critères établis. Seule l'AlphaVision permet de mettre en évidence l'infection utérine. La vache 2053 primipare a été examinée à 15 jours postpartum avec les observations suivantes :

-A la palpation transrectale : col à 7 cm de diamètre, cornes utérines symétriques à 3 cm de diamètre dans la cavité abdominale, ovaires au repos ; -A l'échographie : col à 6,3 cm, corne droite à 5,5 cm de diamètre et la gauche à 7,2 cm, présence de liquide hétérogène dans la lumière utérine en quantité modérée, ovaires au repos ; -A l'AlphaVision : col fermé, hétérogène, avec glaire purulente ou mucopurulente. Points essentiels 

III-Conclusion

  DES ANNEXES .......................................................................................................................... TABLES DES FIGURES ........................................................................................................................ TABLE DES TABLEAUX ..................................................................................................................... PREMIERE PARTIE BIBLIOGRAPHIQUE ......................................................................................... I-INVOLUTION UTERINE : définition et physiologie ..................................................................... a) Modifications anatomiques et histologiques : retour de l'utérus à son état macroscopique pré-gestationnel f) Méthode statistique ................................................................................................................................. RESULTATS ..................................................................................................................................................... a) Suivi de l'involution utérine ................................................................................................................... b) AlphaVision et fonctionnement des ovaires ........................................................................................... c) AlphaVision et infection utérine ............................................................................................................. d) Cas particuliers ....................................................................................................................................... e) Comparaison de la palpation transrectale, de l'échographie Exago et de l'AlphaVision ....................... III-Conclusion .................................................................................................................................. BIBLIOGRAPHIE ................................................................................................................................. ANNEXES ............................................................................................................................................. TABLES DES FIGURES ............................................................................................................................

Figure

  Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

  Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 4 :

 4 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 5 :

 5 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 6 :

 6 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 7 :

 7 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure

  Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

  Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 15 :

 15 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 22 :

 22 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 23 :

 23 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 25 :

 25 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 26 :

 26 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 27 :

 27 Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF]) ....................................................................... Figure2: évolution du diamètre de chaque corne utérine en fonction du temps par suivi échographique[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] ......................................................................................................................................... Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html) ...........................Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) ............................Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum (Gier, Marion 1968) .................................................................................................................................Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) .................................................................................................................................................................Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) ......................................................................................................................Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) .................................. Figure 9 : schéma des rôles principaux des cytokines au sein de l'utérus (V. Buannic).......................... Figure 10 : Métabolisme de l'acide arachidonique et production des eicosanoïdes (Ferney 1988)......... Figure 11 : durée de l'involution utérine en fonction de la durée de sécrétion des prostaglandines (intervalle de confiance à 95%) (Fay, Akhavan, Goldberg 1967) ........................................................... Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) ........................ Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) ...........................Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................................. Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) ............................................................................................... Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Figure 17 : mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite (Martinez et al. 2012) ................................................................................................................................................................. Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) ............................................................................. Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). ............................ Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014). ................. Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014). ...............................................Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019) .........................................................................................................................................Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation (Mee 2007) ....................... Figure 24 : pince crocodile à biopsie utérine (www.medical-nussbaum.fr) ............................................Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm) (Bogado et al. 2016) .................................................................................................................................Figure 26 : Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa) (Deguillaume 2011) .................................................................................................................................Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) ................................................................................. Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. .............................................................Figure 29 : Effectifs de réponses par méthode ou association de méthodes utilisées pour le contrôle de l'involution utérine. ..................................................................................................................................Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle

Figure 40 :

 40 col de la vache 5109 observé à l'AlphaVision à 22 JPP. ...................................................... Figure 41 : col de la vache 5109 observé à 28 JPP via l'AlphaVision. .................................................... Figure 42 : col de la vache 5109 observé à l'AlhaVision à 43 JPP. ......................................................... Figure 43 : images échographiques de la vache 5190 à 19 JPP. .............................................................. Figure 44 : images échographiques de la vache 5190 à 25 JPP. .............................................................. Figure 45 : images échographiques de la vache 5190 à 32 JPP. .............................................................. Figure 46 : images échographiques de la vache 5190 à 39 JPP. .............................................................. Figure 47 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 19 JPP. ....................................................... Figure 48 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 25 JPP. ....................................................... Figure 49 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 32 JPP. ....................................................... Figure 50 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 39 JPP. .......................................................

Figure 51 :

 51 images échographiques de la vache 5187 à 28 JPP. ..............................................................

Figure 52 :

 52 images échographiques de la vache 5187 à 34 JPP. ..............................................................

Figure 53 :

 53 images échographiques de la vache 5187 à 41 JPP. ..............................................................

Figure 54 :

 54 col de la vache 5187 observé à l'AlphaVision à 28 JPP. ....................................................... Figure 55 : col de la vache 5187 observé à l'AlphaVision à 34 JPP. ....................................................... Figure 56 : col de la vache 5187 observé à l'AlphaVision à 41 JPP. .......................................................Figure 57 : images échographiques de la vache 1805 à 30 JPP. .............................................................. Figure 58 : images échographiques de la vache 1805 à 36 JPP. .............................................................. Figure 59 : images échographiques de la vache 1805 à 45 JPP. .............................................................. Figure 60 : col de la vache 1805 observé à l'AlphaVision à 30 JPP. ....................................................... Figure 61 : col de la vache 1805 observé à l'AlphaVision à 36 JPP. ....................................................... Figure 62 : col de la vache 1805 observé à l'AlphaVision à 45 JPP. ....................................................... Figure 63 : iamges échographiques de la vache 5195 à 17JP. ................................................................. Figure 64 : images échographiques de la vache 5195 à 24 JPP. .............................................................. Figure 65 : images échographiques de la vache 5195 à 30 JPP. .............................................................. Figure 66 : col de la vache 5195 observé à l'AlphaVision à 17 JPP. ....................................................... Figure 67 : col de la vache 5195 observé à l'AlphaVision à 24 JPP. ....................................................... Figure 68 : col de la vache 5195 observé à l'AlphaVision à 30 JPP. .......................................................Figure 69 : Photo du col en chaleur de la vache 9047 à 23 JPP obtenue par AlphaVision. ....................

Figure 70 :

 70 Image AlphaVision du col en chaleur de la vache 5108 à 42 JPP. .......................................

Figure 71 :

 71 Image AlphaVision du col en chaleur de la vache 5131 à 21 JPP. .......................................

Figure 72 :

 72 Image AlphaVision du col en chaleur de la vache 4938 à 29 JPP. .......................................

Figure 73 :

 73 Image AlphaVision du col utérin de la vache 4828 à 33 JPP en présence de corps jaunes à la surface des ovaires. .................................................................................................................................. Figure 74 : Image AlphaVision du col de la vache 2053 à 21 JPP en présence d'un corps jaune sur l'ovaire droit. ............................................................................................................................................ Figure 75 : Image AlphaVision du col de la vache 5190 à 19 JPP avec présence d'un corps jaune sur l'ovaire droit. ............................................................................................................................................ Figure 76 : Image AlphaVision du col utérin de la vache 5028 à 27 JPP. Diagnostic d'infection utérine.................................................................................................................................................................. Figure 77 : Images AlphaVision du col utérin de la vache 5173 à 24 (photo A) et 31 JPP (photo B). Diagnostic de retard d'involution utérine à l'issue des deux examens. .................................................... Figure 78 : Image AlphaVision du col de la vache 2053 à 15 JPP. Diagnostic de retard d'involution associée à une infection utérine. .............................................................................................................. Figure 79 : Nombreuses lochies sanguinolentes observées au niveau du col via l'AlphaVision à 15 jours postpartum. ..............................................................................................................................................Figure 80 : Observations de lochies en faible quantité s'écoulant du col à 23 jours postpartum. ........... Figure 81 : Mise en évidence d'une bride vaginale, désignée par une flèche, via l'AlphaVision à 25 jours PP. ................................................................................................................................................... Figure 82 : Mise en évidence de suffusions sanguines sur la muqueuse vaginale observées à 19 jours postpartum. .............................................................................................................................................. Figure 83 : Graphiques de répartition des diagnostics de retard d'involution selon les méthodes utilisées. ................................................................................................................................................................. TABLE DES TABLEAUX Tableau 1 : Modifications morphologiques au cours de l'involution utérine selon les auteurs ............... Tableau 2 : cinétique de l'élimination des lochies chez la vache au cours du postpartum (Slama et al. 1999) ........................................................................................................................................................ Tableau 3 : Classification des bactéries isolées dans la lumière utérine au cours du postpartum (Noakes, Parkinson, England 2019)-...................................................................................................................... Tableau 4 : Résumé des rôles des eicosanoïdes au cours de l'involution utérine .................................... Tableau 5 : Principaux analogues des prostaglandines PGF2α disponibles en France ........................... Tableau 6 : Seuil pathologique de polynucléaires neutrophiles selon le stade postpartum (Sheldon et al. 2006) ........................................................................................................................................................ Tableau 7 : Résumé des caractéristiques de chaque méthode de suivi d'involution utérine .................... Tableau 8 : Résumé des caractéristiques de l'association des méthodes diagnostiques par V. Buannic. Tableau 9 : Résultats des examens de la vache 5109. ............................................................................. Tableau 10 : images échographiques de la vache 5109 (les images des ovaires sont consultables en annexe). .................................................................................................................................................... Tableau 11 : Résultats des examens AlphaVision de la vache 5109. ...................................................... Tableau 12 : Résultats des examens de la vache 5190. ........................................................................... Tableau 13 : Images échographiques de la vache 5190. .......................................................................... Tableau 14 : Résultats des examens Alphavision de la vache 5190. ....................................................... Tableau 15 : Résultats des examens de la vache 5187. ........................................................................... Tableau 16 : images échographiques de la vache 5187. .......................................................................... Tableau 17 : Résultats des examens AlphaVision de la vache 5187. ...................................................... Tableau 18 : Résultats des examens de la vache 1805. ........................................................................... Tableau 19 : images échographiques de la vache 1805. .......................................................................... Tableau 20 : Résultats des examens AlphaVision de la vache 1805. ...................................................... Tableau 21: Résultats des examens de la vache 5195. ............................................................................ Tableau 22 : images échographiques de la vache 5195 ........................................................................... Tableau 23 : Résultats des examens AlphaVision de la vache 5195. ...................................................... Tableau 24 : Diagnostic des retards d'involution utérine par palpation transrectale. .............................. Tableau 25 : Diagnostic de retard d'involution utérine par échographie transrectale. ............................ Tableau 26 : Résultats de la méthode AlphaVision ................................................................................. Tableau 27 : Diagnostic de retard d'involution utérine à partir de 15 JPP selon la méthode ou l'association de méthodes. L'effectif total d'examens est de 121. ........................................................... Tableau 28 : Résultats de la régression logistique comparant les trois méthodes diagnostiques en fonction du nombre de jours postpartum .................................................................................................

  Figure1: changements macroscopiques en fonction du temps au sein de l'utérus en postpartum[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF][START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF] 

Figure 3 :

 3 Figure 3 : évolution macroscopique de l'utérus au cours de l'involution utérine. (https://visgar.vetmed.ufl.edu/en_bovrep/uterine-involution/uterine-involution.html)

Figure 4 :

 4 Figure 4 : structure de l'utérus (Unité d'histologie-anatomie pathologique (ENVN)) 1-épithélium ; 2-chorion ; 3-glandes ; 4-capillaires sanguins ; 5-faisceaux musculaires lisses ; 6-séreuse ou adventice ; 7-myomètre ; 8-endomètre

Figure 5 :

 5 Figure 5 : Schéma des changements histologiques au niveau des caroncules au cours du post-partum[START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF] 

Figure 6 :

 6 Figure 6 : prévalence des infections utérines au cours du postpartum chez la vache (Sheldon et al. 2008) Chaque marqueur indique le % d'animaux ayant un isolement bactérien mis en évidence dans la cavité utérine ; les données sont issues de 4 études différentes avec des vaches examinées entre le vêlage et 60 jours postpartum. Les aires colorées représentent la proportion d'animaux avec une métrite dans les 2 premières semaines postpartum et d'une endométrite entre la 3 ème et 5 ème semaine postpartum. La ligne rose indique le % d'animaux présentant histologiquement une inflammation de l'endomètre ou endométrite subclinique.

  sont retrouvés en abondance dans l'utérus après le vêlage comme l'expliquent[START_REF] Pascottini | Modulation of immune function in the bovine uterus peripartum[END_REF]. Leur arrivée sur le site inflammatoire est initiée par l'activation des récepteurs utérins et des macrophages locaux. Cette activation conduit à la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires. Ils migrent, selon les gradients de cytokines, jusqu'au site inflammatoire via la circulation sanguine puis par diapédèse. Les neutrophiles circulants interagissent également avec les cytokines permettant l'activation de nouveaux neutrophiles. Leur rôle principal est la phagocytose. Les neutrophiles reconnaissent les antigènes des bactéries pathogènes. Ils développent alors des prolongements membranaires pour les internaliser et effectuer les phagocytoses. Ils possèdent des granulations cytosoliques riches en protéases, enzymes et dérivés réactifs de l'oxygène comme le superoxyde et l'hydroxyle, effectifs au cours de la phagocytose. Les neutrophiles sécrètent également des cytokines (en plus d'interagir avec) dont l'interleukine 8, qui entretient le gradient pro-inflammatoire. Ils effectuent ainsi leur rétrocontrôle positif. Lorsque les pathogènes sont éliminés, les granulocytes neutrophiles procèdent à leur apoptose.

Figure 7 :

 7 Figure 7 : schéma de l'action des granulocytes neutrophiles à la contamination bactérienne de l'utérus (Pascottini, LeBlanc 2020) A : relargage des neutrophiles dans la circulation sanguine depuis la moelle osseuse, lieu de synthèse ; B : liaison des cytokines circulantes avec le récepteur membranaire des neutrophiles permettant leur margination et leur activation ; C : phénomène de diapédèse via l'adhésion du neutrophile à l'endothélium permettant le passage dans l'utérus ; D : le neutrophile reconnaît le pathogène et réalise la phagocytose puis la destruction via le phagosome contenant notamment des enzymes et substances bactéricides. Finalement, le neutrophile réalise son apoptose ; E : les débris sont éliminés par le col et le vagin.

Figure 8 :

 8 Figure 8 : images histologiques de biopsies utérines montrant l'infiltration leucocytaire au coeur de l'épithélium et du stroma de l'endomètre (grossissement 400) (Foley et al. 2015) a et c : biopsies endomètres 7 jours postpartum ; b : plus d'infiltration leucocytaire à 21 jours postpartum chez vache saine ; d : persistance de neutrophiles dans l'endomètre à 21 jours postpartum chez vache avec infection utérine.

  [START_REF] Bencharif | Prostaglandines et post-partum chez la vache[END_REF] expliquent que leur action est anti-inflammatoire et immunosuppressive : elles diminuent la concentration en immunoglobulines dans l'utérus en induisant de nombreuses apoptoses et diminuent la différenciation lymphoblastique.[START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF] ajoute qu'elles influencent négativement la prolifération cellulaire et la régénération épithéliale de l'endomètre. Elles sont également inhibitrices des contractions utérines (Chastant-Maillard 2004). Enfin, elles jouent un rôle vasodilatateur, pouvant contraindre la vasodilatation nécessaire à l'atrésie des vaisseaux caronculaires. La cinétique des PGE2 a également été décrite par[START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] via des dosages plasmatiques : le taux de PGE2 est maximal le jour du vêlage, environ 1.23 ng/ml ; il diminue de deux tiers au cours du 3 ème jour postpartum et se maintient à ce niveau pendant 15 jours. Au 18 ème jour postpartum, le niveau basal est atteint de nouveau : < 0,02 ng/ml. La persistance d'un taux élevé en PGE2 a été mis en relation avec un retard d'involution utérine.

2 .

 2 Reprise de l'activité ovarienne en post-partumComme évoqué dans le paragraphe précédent, la gestation, par le biais de la progestérone et des oestrogènes produites, a un effet inhibiteur sur l'axe hypothalamo-hypophysaire en inhibant la sécrétion de GnRH (Gonadotropin Releasing Hormone). La chute de progestérone entraînée par l'expulsion du foetus lève alors l'inhibition et permet une libération pulsatile de GnRH au niveau de l'hypothalamus. Ainsi, la libération de FSH est normalisée au 3 ème jour postpartum déclenchant la première vague folliculaire. En parallèle, la fonction pulsatile de la LH est plus longue à être restaurée : la réplétion hypophysaire en LH est complètement retrouvée en 3 semaines postpartum environ, parfois plus. La pulsatilité d'environ 1 ou 2 pulse(s) par heure permet la sélection d'un follicule dominant. Trois issues lui sont possibles : l'ovulation, l'atrésie ou l'évolution en kyste folliculaire. Ce follicule va produire de l'oestradiol induisant le pic de LH nécessaire à son ovulation, qui n'est pas systématique car elle dépend de la réplétion hypophysaire en LH. Ainsi, la première ovulation a lieu à partir de 21 jours postpartum[START_REF] Ambrose | Postpartum Anestrus and Its Management in Dairy Cattle[END_REF][START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF].

Figure 12 :

 12 Figure 12 : schéma des variations hormonales au cours du postpartum (Sheldon 2004) (L'étoile rouge correspond à l'ovulation)

Figure 13 :

 13 Figure 13 : changement de diamètre de la corne utérine anciennement gravide chez les primipares, les bipares et les multipares chez les Holstein Chinoise après vêlage (Zhang et al. 2010) (Pas de différence significative entre bipares et multipares) Pour d'autres auteurs, la parité n'a aucune influence sur l'involution utérine mise à part que le col utérin demeure plus gros chez les multipares[START_REF] Miettinen | Uterine Involution in Finnish Dairy Cows[END_REF]). L'effet réel de la parité sur l'involution utérine est donc toujours discuté.

Figure 14 :

 14 Figure 14 : durée de l'involution utérine en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) L'influence de la quantité de lait produite au cours du postpartum sur l'involution cervicale est quant à elle plus linéaire. Il semble en effet que plus la quantité de lait produit augmente, plus l'involution du col est rapide.

Figure 15 :

 15 Figure 15 : durée d'involution cervicale en jours en fonction de la quantité de lait produite cumulée sur 70 jours postpartum (Fonseca et al. 1983) d) Saison de vêlage

  statut calcémique de la vache[START_REF] Kamgarpour | Post partum subclinical hypocalcaemia and effects on ovarian function and uterine involution in a dairy herd[END_REF].[START_REF] Heppelmann | The effect of puerperal uterine disease on uterine involution in cows assessed by Doppler sonography of the uterine arteries[END_REF] ajoutent qu'une hypocalcémie subclinique retarde l'involution utérine des cornes dans leur longueur. Une hypocalcémie peut donc prédisposer à un retard d'involution utérine.

Figure 16 :

 16 Figure 16 : changement du diamètre cervical au cours des 60 jours postpartum (Kamgarpour et al. 1999) Groupe 1 (▼) : 6 vaches dont la calcémie est descendue en dessous de 2,0 mmol/L au moins une fois entre le 3 ème et le 21 ème jour postpartum ; Groupe 2 (□) : 6 vaches dont la calcémie est restée supérieure à 2,0 mmol/L au cours de cette même période. Martinez et al. (2012), Adnane et al. (2017) ajoutent qu'une hypocalcémie peut être à l'origine d'une dystocie, d'un prolapsus utérin, d'absence de contractions des fibres musculaires lisses de l'utérus. Comme vu précédemment, ces différents éléments favorisent un retard d'involution utérine, et le développement d'une infection utérine.

Figure 17 :

 17 Figure17: mesures de la calcémie chez les vaches présentant ou non une métrite[START_REF] Martinez | Evaluation of peripartal calcium status, energetic profile, and neutrophil function in dairy cows at low or high risk of developing uterine disease[END_REF] (Une vache est considérée en hypocalcémie subclinique si la calcémie est < 8,59 mg/dl) -« * » indique une différence significative entre les deux populations.

Figure 18 :

 18 Figure 18 : nombre de neutrophiles sanguins en fonction du nombre de jours postpartum et selon le statut calcémique de l'individu (Martinez et al. 2012) « * » indique une différence significative. Une étude plus récente nuance ces propos en précisant que les endométrites ont été associées à des hypocalcémies sans certitude qu'il s'agisse de la cause ou d'une circonstance concomitante. Venjakob et al. (2021) concluent finalement que la concentration sérique en calcium au 3 ème jour postpartum est une bonne valeur prédictive du développement d'une infection utérine chez la vache, particulièrement chez les vaches de trois lactations et plus.

Figure 19 :

 19 Figure 19 : Courbes de Kaplan-Meier représentant la proportion de vaches non gestantes, selon leurs taux d'inflammation génitale avant 35jours postpartum (n=93) (Deguillaume 2011). %N : taux de neutrophiles ; EC (+) : inflammation endocervicale (définie par 5 %N ou plus via frottis endocervical) ; EC (-) : <5 %N sur frottis endocervical ; EM (+) : inflammation endométriale (définie par 6 %N ou plus sur un frottis endométrial) ; EM (-) : <6 %N sur un frottis endométrial.

Figure 20 :

 20 Figure 20 : image échographique d'un utérus (en bleu). Un piqueté hyperéchogène est présent dans la lumière utérine (en rouge) traduisant la présence d'endométrite (Saby-Chaban et al. 2014).

Figure 21 :

 21 Figure 21 : image échographique d'un utérus (en bleu). La cavité utérine est dilatée, son contenu est échogène (en vert) : diagnostic de pyomètre (Saby-Chaban et al. 2014).3. Examen vaginal

Figure 22 :

 22 Figure 22 : Estimation du degré d'infection en fonction de l'importance du pus dans la glaire vaginale (Sheldon 2019)Grade 0 : mucus clair ou translucide Grade 1 : mucus contenant des particules blanchâtres en suspension ou dose légère de pus Grade 2 : exsudat contenant moins de 50% de pus ou matériel muco-purulent Grade 3 : exsudat contenant plus de 50% de pus ou matériel purulent blanc à jaunâtre parfois sanguinolent.

Figure 23 :

 23 Figure 23 : photos du Metricheck (Sheldon 2019) et principe d'utilisation[START_REF] Mee | Un nouvel outil pour diagnostiquer l'endométrite[END_REF] 

Figure 24 :

 24 Figure24: pince crocodile à biopsie utérine(www.medical-nussbaum.fr) 

Figure 25 :

 25 Figure 25 : échantillon histopathologique endométrial coloré et observé au microscope (x400mm)[START_REF] Bogado | Theriogenology Comparison between cytology and histopathology to evaluate subclinical endometritis in dairy cows[END_REF] 

  agit de la méthode de référence établie aujourd'hui (Chastant-Maillard, Deguillaume 2012; Barański et al. 2012). Koyama et al. (2018) évoquent notamment une meilleure valeur prédictive sur le futur reproducteur de l'individu (réussite à l'insémination, intervalle vêlage-nouvelle gestation) par rapport aux autres méthodes citées précédemment.

Figure 26 :

 26 Figure26: Frottis cytologique endométrial (grossissement x1000, coloration May-Grünwald-Giemsa)[START_REF] Deguillaume | L'inflammation génitale post-partum de la vache[END_REF] 

Figure 27 :

 27 Figure 27 : Metrastatum (https://www.kgd-ssv.ch) Au cours de leur étude, la distance du col à la vulve a été mesurée à plusieurs reprises pendant le postpartum : à 1-2 jours, 6-8 jours, 10-16 jours, 18-30 jours. Avec leurs résultats significativement différents entre les vaches saines et celles en retard d'involution, les critères diagnostics suivants ont été émis : -Chez des vaches présentant des modifications pathologiques, entre 10 et 16 jours postpartum, la longueur d'immersion du Metrastatum dépasse la partie verte de 26 cm et s'étend sur la partie rouge (entre 27 et 45cm). Cela indique un retard d'involution. Les sécrétions vaginales sont également colorées, plus ou moins odorantes ; -Lors de sub-involution utérine, des pertes marron clair à grises persistent à 22-30 jours postpartum ; -Les métrites sont diagnostiquées dès 6-8 jours postpartum car l'immersion du Metrastatum est en zone rouge (>27cm). L'utérus est en retard d'involution et se situe dans la cavité abdominale.

❖

  L'involution utérine est un processus physiologique impliquant des modifications macro et microscopiques notamment à l'échelle histologique ; ❖ L'utérus passe de 9 à 1 kg en 30 jours ; ❖ Il s'agit d'un phénomène inflammatoire subaigu impliquant de nombreux acteurs : agents bactériens, cellules inflammatoires, récepteurs cellulaires, protéines de l'inflammation, cytokines et prostaglandines notamment ; ❖ Un déséquilibre entre la contamination bactérienne et les défenses immunitaires conduit à une infection utérine et en conséquence à un retard d'involution utérine ; ❖ De nombreux facteurs peuvent influencer le bon déroulement de l'involution : la parité, la lactation, la saisonnalité, les problèmes autour du part dont la rétention placentaire, l'alimentation, les maladies intercurrentes infectieuses ou métaboliques ; ❖ L'efficacité des traitements notamment l'usage des prostaglandines de synthèse est très largement discuté à ce jour ; ❖ Les retards d'involution utérine relèvent d'enjeux de performance de reproduction et d'enjeux économiques pour les élevages ; ❖ La méthode diagnostique « gold standard » pour le retard d'involution utérine est la cytologie utérine, hors de portée du praticien en routine ; ❖ De nombreuses autres méthodes sont très largement utilisées, seules ou en association : la palpation transrectale, l'échographie, l'examen vaginal à l'aide d'un vaginoscope, d'une main gantée ou du Metricheck ; ❖ L'association de méthodes confèrent en général de meilleure sensibilité et/ou spécificité diagnostiques. Points clés DEUXIEME PARTIE : APPORTS DE L'ALPHAVISION DANS LE SUIVI DE L'INVOLUTION UTÉRINE -ETUDE PROSPECTIVE DE TERRAIN OBJECTIFS DE L'ÉTUDE L'objectif de ce travail est de suivre l'involution utérine grâce à l'AlphaVision et de comparer à la palpation transrectale et à l'échographie son efficacité à diagnostiquer des retards d'involution utérine. Notre projet expérimental après approbation du CERVO, Comité d'Éthique en Recherche Clinique et Épidémiologique, a reçu sa validation éthique portant le numéro suivant : CERVO-2021-31-V.

:

  Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. : l'Ain (01), l'Allier (03), l'Aveyron (12), le Calvados (14), le Cantal (15), le Cher (18), les Côtes d'Armor (22), le Doubs (25), l'Eure (27), le Finistère (29), l'Ile et Vilaine (35), l'Indre-et-Loire (37), le Jura (39), la Loire (42), la Loire-Atlantique (44), le Maine-et-Loire (49), la Manche (50), la Mayenne (53), le Morbihan (56), le Nord (59), l'Orne (61), le Puy-de-Dôme (63), Pyrénées-Atlantiques (64), le Rhône (69), la Savoie (73), la Seine-Maritime (76) et la Vendée (85). Cinq vétérinaires praticiens en Belgique et un en Suisse ont également répondu.

Figure 28 :Figure 29 :

 2829 Figure 28 : Carte des départements français. Chaque flèche indique un département représenté par au moins un vétérinaire praticien ayant répondu au questionnaire. Les praticiens ayant répondu à l'enquête exercent les suivis de reproduction pour 66% d'entre eux exclusivement en clientèle laitière. Les 34% restants réalisent ces suivis dans des troupeaux laitiers et allaitants. Concernant la gestion des involutions utérines au cours des suivis de reproduction, les réponses diffèrent d'un praticien à l'autre. Les différences majeures au niveau de la pratique concernent la ou les méthodes utilisées dans le suivi de l'involution, la période postpartum de contrôle, et le temps octroyé à chaque examen par animal. Par souci de compréhension et de facilité, la fouille vaginale correspond à une exploration manuelle des voies génitales postérieures. 18 méthodes ou associations de méthodes diagnostiques ont été rapportées. Sur les 68 répondants, 46 associent plusieurs méthodes, deux à quatre, pour contrôler en routine une involution utérine. Les principales sont reportées dans le graphique suivant (figure 29) avec l'effectif de réponses correspondant à chacune. Les plus utilisées sont : l'association de la palpation transrectale et de la fouille vaginale pour apprécier les glaires, la fouille vaginale seule, la palpation transrectale seule, l'association de l'échographie et de la fouille vaginale, l'association de la palpation transrectale, de l'échographie et de la fouille vaginale. Sur la totalité des praticiens ayant répondu, 54 réalisent un examen vaginal plus ou moins complet (vaginoscope et/ou fouille vaginale et/ou Metricheck) soit 79% des répondants.

Figure 30 :

 30 Figure 30 : Graphique représentant le nombre de réponses par temporalités accordées au contrôle d'involution utérine au cours des suivis de reproduction en clientèle.Une des variations principales relevée par les différentes réponses concerne le moment postpartum du contrôle de l'involution utérine. 70% des contrôles ont lieu entre 15 et 30 jours postpartum et 91% ont

Figure 31 :

 31 Figure 31 : Intervalles de jours postpartum dans lesquels les praticiens contrôlent les involutions utérines (chaque chiffre sur les barres correspond au nombre de réponse(s) pour chaque intervalle de jours).

Finalement

  , une grande disparité tant dans la méthode utilisée que sur le moment postpartum du contrôle de l'involution et sur la durée d'examen est observée dans les pratiques usuelles des vétérinaires. Deux observations majeures se distinguent cependant : la majorité des praticiens interrogés contrôle les involutions utérines entre 15 et 45 jours postpartum et y réalise alors un examen vaginal. La durée d'examen estimée oscille entre 30 secondes et plus de 3 min selon la ou les méthodes utilisée(s) lors du contrôle. Ces observations pourront ensuite être discutées en regard des résultats de l'étude prospective qui suit.II-Suivi de l'involution utérine MATERIELS ET METHODES a) Sélection des animaux Les animaux sélectionnés dans notre étude remplissent les critères suivants : vache laitière, ayant vêlée entre 15 et 45 jours. Nous n'avons pas retenu la parité ou l'âge des vaches comme critère d'inclusion pour obtenir un effectif plus grand d'examens gynécologiques et ainsi diagnostiquer ou non des retards d'involution utérine. Finalement, 121 examens gynécologiques ont été inclus dans cette étude soit 72 vaches au total. b) Protocole de suivi Dans le cadre de notre travail nous avons décidé qu'une involution utérine est considérée complète lorsque les deux cornes sont symétriques, revenues dans la cavité pelvienne. L'involution du col, elle, peut être considérée terminée lorsque le col est régulier, de couleur rose pâle, exempt de tout écoulement purulent. Elle dure en moyenne 45 jours. L'objectif de notre étude s'inscrit dans la logique d'un suivi et nous a donc amené à voir les vaches à plusieurs reprises. Chaque vache entre 15 jours et 45 jours post-partum a été examinée, dans la mesure du possible, au minimum trois fois, à une semaine d'intervalle. Un premier élevage nous a permis d'observer ses différentes vaches au cours de leur post partum. Il se situe sur la commune de Treillières, en Loire-Atlantique. L'examen se déroule au cornadis. La période de visites au coeur de cet élevage s'étend de mars 2021 à octobre 2022. D'autres élevages nous ont par la suite accueillis : un élevage situé sur la commune de Saint Père en Retz (44) et un second sur la commune de Chaume-en-Retz (44) au cours du mois d'octobre 2022. Avant toute chose, les commémoratifs de chaque animal sont récupérés : parité, nombre de jours postpartum, déroulement du vêlage, délivrance correcte ou non. Une note d'état corporel est attribuée à❖ 68 réponses : taux de réponse difficile à définir précisément mais estimé comme très faible (< 2 %) ; ❖ 18 méthodes ou association de méthodes diagnostiques de retard d'involution utérine rapportées ; ❖ Les trois méthodes les plus utilisées sont la palpation transrectale associée à une fouille vaginale, la fouille vaginale seule et la palpation transrectale seule ; ❖ La majorité des praticiens réalisent un examen vaginal ; ❖ La durée octroyée à chaque animal varie de 30 secondes à plus de 3 min ; ❖ 91 % des contrôles d'involution utérine ont lieu entre 15 et 45 jours postpartum ; ❖ Seulement 22% des praticiens ayant répondu connaissent l'AlphaVision.

  c) AlphaVision : prise d'images du col utérin et du vagin L'AlphaVision est un pistolet d'insémination conçu pour les éleveurs, muni d'une caméra, permettant de visualiser la sonde d'insémination et de s'affranchir de la tenue du col par voie transrectale pour déposer la semence dans le corps utérin (Figure 32). Il est commercialisé par IMV production © au prix de 3200 € H.T. L'AlphaVision est composé de plusieurs éléments : la poignée, la partie batterie rechargeable, la caméra au sein du spéculum muni d'un embout en silicone, plus confortable pour la vache notamment lors de son introduction. Nous observons également sur cette figure la présence du pistolet d'insémination, branché au coeur du spéculum. Ce dispositif n'a pas été utilisé au cours de notre étude. L'AlphaVision était alors simplement muni de la caméra et du spéculum avec son embout. Pour chaque vache, le vaginoscope est protégé par une chemise sanitaire à usage unique et lubrifié. La zone périnéale est préalablement nettoyée et désinfectée à l'aide d'eau claire et de Vétédine savon NDV (povidone iodée). Le tube s'apparentant à un vaginoscope est ensuite introduit entre les lèvres de la vulve

Figure 32 :

 32 Figure 32 : Image schématisée de l'AlphaVision-Manuel d'instruction-AlphaVision,

  Figure 35 : images échographiques de la vache 5109 à 15 JPP.

Figure 36

 36 Figure 36 : images échographiques de la vache 5109 à 22 JPP.

Figure 37

 37 Figure 37 : images échographiques de la vache 5109 à 28 JPP.

Figure

  Figure 38 : images échographiques de la vache 5109 à 43 JPP.

  Observations A : col à 3,8 cm de diamètre ; B : corne utérine droite à 2,2 cm de diamètre ; C : corne utérine gauche à 2,8 cm de diamètre. A : col à 3,6 cm de diamètre ; B : corne droite à 2,8 cm ; C : corne gauche à 2,6 cm de diamètre A : col à 3,2 cm de diamètre ; B : corne utérine droite à 1,9 cm de diamètre ; C : corne utérine gauche à 1,7 cm de diamètre A : col à 2,1 cm de diamètre ; B : corne utérine droite à 2 cm de diamètre ; C : corne utérine gauche à 2,1 cm de diamètre

Figure

  Figure 43 : images échographiques de la vache 5190 à 19 JPP.

Figure

  Figure 44 : images échographiques de la vache 5190 à 25 JPP.

Figure 45

 45 Figure 45 : images échographiques de la vache 5190 à 32 JPP.

Figure

  Figure 46 : images échographiques de la vache 5190 à 39 JPP.

Figure

  Figure 47 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 19 JPP.

Figure

  Figure 48 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 25 JPP.

Figure

  Figure 49 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 32 JPP.

Figure

  Figure 50 : col de la vache 5190 observé à l'AlphaVision à 39 JPP.

  Figure 57 : images échographiques de la vache 1805 à 30 JPP.

Figure

  Figure 58 : images échographiques de la vache 1805 à 36 JPP.

Figure

  Figure 59 : images échographiques de la vache 1805 à 45 JPP.

  bleues pointent le contenu de la lumière utérine. -A : col à 4 cm de diamètre ; B : corne utérine droite à 4 cm ; C : corne gauche à 2,7 cm. A : col utérin à 4,4 cm ; B : corne utérine droite 3,6 cm ; C : corne gauche à 2,8 cm. A : col utérin à 4,3 cm de diamètre ; B : corne utérine droite à 2,8 cm ; C : corne utérine gauche à 2,0 cm.

Figure

  Figure 63 : iamges échographiques de la vache 5195 à 17JP.

Figure 64

 64 Figure 64 : images échographiques de la vache 5195 à 24 JPP.

Figure 65

 65 Figure 65 : images échographiques de la vache 5195 à 30 JPP.

  Figure 67 : col de la vache 5195 observé à l'AlphaVisio n à 24 JPP.

Finalement,

  Figure 68 : col de la vache 5195 observé à l'AlphaVision à 30 JPP.

Figure 69 :

 69 Figure 69 : Photo du col en chaleur de la vache 9047 à 23 JPP obtenue par AlphaVision. Conclusion : la vache 9047 présente un col correspondant à des chaleurs ce qui colle avec les informations obtenues par échographie et palpation. En effet, l'utérus est tonique à la palpation et l'ovaire gauche porte un follicule de 15 mm

Figure 70 :

 70 Figure 70 : Image AlphaVision du col en chaleur de la vache 5108 à 42 JPP.

Figure 71 :

 71 Figure 71 : Image AlphaVision du col en chaleur de la vache 5131 à 21 JPP.

Figure 72 :

 72 Figure 72 : Image AlphaVision du col en chaleur de la vache 4938 à 29 JPP.

Figure 73 :

 73 Figure 73 : Image AlphaVision du col utérin de la vache 4828 à 33 JPP en présence de corps jaunes à la surface des ovaires.

Figure 74 :

 74 Figure 74 : Image AlphaVision du col de la vache 2053 à 21 JPP en présence d'un corps jaune sur l'ovaire droit.

Figure 75 :

 75 Figure 75 : Image AlphaVision du col de la vache 5190 à 19 JPP avec présence d'un corps jaune sur l'ovaire droit. c) AlphaVision et infection utérine

Figure 76 :

 76 Figure 76 : Image AlphaVision du col utérin de la vache 5028 à 27 JPP. Diagnostic d'infection utérine.Le diagnostic de retard d'involution utérine associé à une infection utérine a pu être établi à la suite de l'examen vaginal via l'AlphaVision. Aucune des deux méthodes transrectales ne sont parvenues à la même conclusion.

Figure 77 :

 77 Figure 77 : Images AlphaVision du col utérin de la vache 5173 à 24 (photo A) et 31 JPP (photo B). Diagnostic de retard d'involution utérine à l'issue des deux examens. Photo A : Col congestionné faisant protrusion dans le vagin avec présence de glaires mucopurulentes. Photo B : Col oedématié avec glaires purulentes.

Figure 78 :

 78 Figure 78 : Image AlphaVision du col de la vache 2053 à 15 JPP. Diagnostic de retard d'involution associée à une infection utérine.

Conclusion

  de l'examen : l'AlphaVision et l'échographie s'accordent sur le diagnostic de retard d'involution utérine associée à une infection utérine à 15 jours postpartum. La palpation transrectale seule ne met aucun retard en évidence. d) Cas particuliers 1. Présence de lochies L'observation de lochies au niveau du col est physiologique au cours du postpartum. L'AlphaVision permet leur observation. Il est difficile au départ de distinguer des images nettes au moment de l'introduction du vaginoscope selon la quantité de lochies présente dans le vagin. Un nettoyage à l'aide d'un chiffon de la caméra peut être nécessaire pour une observation claire.

Figure 79 :

 79 Figure 79 : Nombreuses lochies sanguinolentes observées au niveau du col via l'AlphaVision à 15 jours postpartum.

Figure 80 :

 80 Figure 80 : Observations de lochies en faible quantité s'écoulant du col à 23 jours postpartum.2. Lésion du tractus génital

Figure 81 :

 81 Figure 81 : Mise en évidence d'une bride vaginale, désignée par une flèche, via l'AlphaVision à 25 jours PP. L'observation d'une bride vaginale ressemble au premier abord à un double col. La caméra permet cependant d'en faire le tour et diagnostique une bride. Une palpation vaginale manuelle de la bride l'a confirmée. Des suffusions sanguines peuvent être observées sur la muqueuse vaginale et/ou cervicale au cours du postpartum. Ces lésions sont des séquelles de contusions au moment du vêlage dues à une dilatation insuffisante des voies génitales postérieures ou à un excès de volume relatif du foetus.

Figure 82 :

 82 Figure 82 : Mise en évidence de suffusions sanguines sur la muqueuse vaginale observées à 19 jours postpartum. e) Comparaison de la palpation transrectale, de l'échographie Exago et de l'AlphaVision

  A l'aide du logiciel R, les graphiques suivants ont pu être réalisé. Ils représentent la répartition des diagnostics de retard d'involution utérine selon les méthodes et selon les stades postpartum (< 20 JPP ; entre 20 et 25 JPP, entre 26 et 30 JPP ; > 30 JPP).

Figure 83 :

 83 Figure 83 : Graphiques de répartition des diagnostics de retard d'involution selon les méthodes utilisées.Ainsi, l'AlphaVision est bien la méthode permettant de détecter le plus de retard d'involution utérine avant 20 jours postpartum. La palpation transrectale ne permettant aucun diagnostic à ce stade. Inversement, à plus de 30 jours postpartum, cette dernière permet un plus grand nombre de détection par rapport à l'AlphaVision au regard des critères diagnostiques établis, tout comme l'échographie. Ces résultats appuient ceux de la régression logistique mettant en avant le fait que l'AlphaVision permet une détection plus précoce.

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

  

Table des matières

 des 

TABLE

  

  . L'examen des voies génitales postérieures à 30 jours pour mettre en évidence du pus émanent du col utérin à l'aide d'un vaginoscope est peu utilisé en routine car le matériel commercialisé est fragile et le système d'éclairage peu pratique. D'autres alternatives comme le Metricheck® et la fouille vaginale existent mais apportent moins d'informations. L'entreprise IMV Technologies a mis au point l'AlphaVision. Il s'agit d'un vaginoscope moderne, robuste, équipé d'une caméra et d'un système d'éclairage qui donne d'excellentes images, projetées sur des lunettes portées par l'opérateur mais aussi par wifi sur un téléphone. Son rôle premier est d'être un pistolet d'insémination à la portée des éleveurs cependant il pourrait s'agir d'un outil intéressant pour les vétérinaires praticiens.Le but de notre travail est de suivre grâce à l'AlphaVision l'involution utérine à travers l'image du col et des sécrétions qui s'en écoulent entre le 15 ème et le 45 ème jour postpartum et de les comparer aux résultats obtenus par palpation transrectale et par échographie. L'objectif est alors de savoir si un simple examen des voies génitales postérieures permet de diagnostiquer un retard de l'involution utérine.L'involution utérine est un processus physiologique débutant immédiatement après le vêlage. Il s'agit d'un phénomène anatomique selon lequel l'utérus retrouve son état pré-gravidique et est capable d'accueillir une nouvelle gestation. Elle peut être définie comme un état d'inflammation subaiguë du tractus génital. Cette involution s'articule en trois étapes plus ou moins successives si ce n'est simultanées : la réduction de taille du tractus génital, les contractions utérines et les régénérations tissulaires.

	I-	INVOLUTION UTERINE : définition et physiologie

Tableau 1 :

 1 Modifications morphologiques au cours de l'involution utérine selon les auteursLes contractions utérines sont essentielles au bon déroulement de l'involution utérine : elles permettent l'élimination des lochies et donc la rétractation du tractus génital. Les cellules des muscles lisses composant le myomètre en sont à l'origine. Leur fréquence est élevée à la suite du part : toutes les 3 à 4 min pendant les 24 premières heures[START_REF] Moller | A review of uterine involution and ovarian activity during the postparturient period in the cow[END_REF]. Puis les contractions diminuent en nombre, fréquence, amplitude et durée en quelques jours pour finalement s'arrêter[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF].1.3 Élimination des lochiesLes lochies correspondent aux matériels s'évacuant de l'utérus au cours des quinze premiers jours suivant le vêlage. Leur nature varie plus ou moins en fonction des étapes de l'involution utérine et leur couleur oscille du jaune/marron au marron/rougeâtre. Il s'agit du reste des enveloppes foetales, de sang issu de la rupture du cordon ombilical ou de l'érosion nécrotique des caroncules de l'endomètre. Le volume éliminé est variable d'un individu à l'autre : environ 1 voire 2 L pour les multipares, et rarement plus de 500 ml pour les primipares

	Auteurs	Poids de	Diamètre du col Dimensions de la	Diamètre des
		l'utérus		corne gravide	caroncules
				(Diamètre D et	
				Longueur L)	
	(Gier, Marion	Vêlage : 9kg	2 jours : 15cm	Vêlage : D40cm	jours : 15-
	1968)	10 jours PP :	10 jours : 9-11cm	L95cm	20mm
		7,5kg	30 jours : 7-8cm	10 jours : D25cm	jours : 10-
		15 jours : 5kg	60 jours : 5-6cm	L85cm	15mm
		25 jours : 2,5kg		20 jours : D10cm	50-60 jours : 8-
		45 jours : 1 kg		L50cm	x 4-6mm
		60 jours : 500g		30 jours : D7cm	
				L30cm	
				40 jours : D<5cm	
				L25cm	
	(Call 1989)	Vêlage : 9kg		Vêlage : D40cm	
		10 jours : 5kg		10 jours : D13cm	
		15 jours : 2kg		20 jours : D8cm	
		25 jours : 1kg		30 jours : D5cm	
		45 jours : 700g		40 jours : D4cm	
		60 jours : 500g			
	(Miettinen 1990)		21 jours : 3,6cm	21 jours : D3,7cm	
			28 jours : 3cm	+/-0,7cm	
			35 jours : 2,5cm	28 jours : D3cm	
			56 jours : 2,5cm	35 jours : 2,7cm	
				56 jours : 2,5cm	
	(Okano,		10 jours : 22cm	10 jours : D19cm	
	Tomizuka 1996)		20 jours : 15cm	20 jours : D9cm	
			30 jours : 11cm	30 jours : D6cm	
			40 jours : 8cm	40 jours : D5cm	
	(Wehrend,		Diamètre de la		
	Failing, Bostedt		lumière cervicale		
	2003)		Vêlage : 27cm		
			24 heures PP : 6-		
			8cm		
			2 jours : 5cm		
			10 jours : 6cm		
	(Sheldon 2004)			10 jours : D15cm	
				15 jours : D7,5cm	
				20 jours : D6cm	
				30 jours : D4,5cm	
				40 jours : D4,0cm	
	(Lin et al. 2021)		7 jours : 7cm	10 jours : 9cm	
			10 jours : 6cm	19 jours : 5cm	
			19 jours : 4,5cm	28 jours : 3cm	
			28 jours : 3,8cm	34 jours : 3cm	
			40 jours : 3,0cm		

spp. Staphylococcus aureus Streptococcus uberis

  Ce consensus sur la stérilité de l'utérus est cependant questionné aujourd'hui. En effet,[START_REF] Karstrup | Presence of bacteria in the endometrium and placentomes of pregnant cows[END_REF] ont récemment mis en évidence, par hybridation in situ notamment, la présence de bactéries au sein de l'endomètre et des caroncules utérines au cours de la gestation. Aucune corrélation n'ayant été établie entre l'inflammation de l'utérus gravide et la présence de bactéries, cette étude suggère que les agents bactériens demeurent dans l'utérus Il ne peut pas être défini comme un environnement stérile. Par ailleurs,[START_REF] Pascottini | Modulation of immune function in the bovine uterus peripartum[END_REF] présentent la contamination bactérienne systématique de l'utérus comme un microbiote postpartum, qui évolue au cours des jours. Dès lors que le tractus génital héberge une bactérie pathogène dominante, la vache est fortement susceptible de développer une infection[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF].

	Tableau 3 : Classification des bactéries isolées dans la lumière utérine au cours du postpartum (Noakes, Parkinson, England 2019)-(En gras : bactéries les plus fréquemment rencontrées). Classification des bactéries identifiées selon leur pathogénicité (1) Reconnues comme pathogènes de l'utérus et associées à des lésions endométriales (2) Potentiellement pathogènes, fréquemment isolées dans la lumière utérine et dans des cas d'endométrites. Non associées systématiquement à des lésions utérines (3) Contaminantes temporaires opportunistes isolées dans la lumière utérine. Non associées à des infections utérines. Trueperella pyogenes Prevotella spp. Escherichia coli Fusobacterium necrophorum Fusobacterium nucleatum Actinobacter spp. Bacillus licheniformis Enterococcus faecalis Haemophilus somnus Mannheimia haemolytica Pasteurella multocida Streptococcus Aerococcus viridans Clostridium butyricum Clostridium perfringens Corynebacterium spp. Enterobacter aerogenes Klebsiella pneumoniae Providencia rettgeri Providencia stuartii Proteus spp. Staphyloccus spp Streptococcus acidominimus Coliformes Aspergillus spp. Fungi Bacteroides spp. Aeromonas spp. La contamination doit régresser progressivement et disparaître à la 3 ème semaine postpartum d'après H.Kindahl (1996). Földi et al. (2006) expliquent quant à eux que l'utérus doit être de nouveau stérile vers Morrow, Roberts, McEntee (1969) expliquent tout comme Slama, Vaillancourt, Goff (1991), Tainturier (1999) et Mateus et al. (2002), que la persistance bactérienne au sein de l'utérus est synonyme de retard d'involution utérine par le biais du développement d'une infection utérine. La nature de la contamination repose sur l'équilibre entre nature des agents bactériens, facteurs contaminants et réponse immunitaire de l'utérus (Sheldon 2004). Földi et al. (2006) soulignent l'importance de la contractilité du myomètre pour éliminer la contamination bactérienne. L'environnement hormonal au cours du postpartum peut également moduler la réaction immunitaire utérine et influencer la persistance des bactéries au sein de l'utérus : une imprégnation progestéronique déprime les fonctions immunitaires tandis qu'une imprégnation oestrogénique les favorise (Sheldon et al. 2008; Deguillaume 2011). La nature des agents bactériens identifiés au sein de l'utérus, dont la liste figure dans le Tableau 3, a également été mise en relation avec le développement d'une infection utérine. Ainsi la présence de Trueperella pyogenes et/ou Fusobacterium necrophorum et Bacteroides spp (en association avec un des précédents uniquement) a été positivement corrélée avec un retard d'involution utérine (Tainturier 1999). En accord avec cette corrélation, Mateus et al. (2002) ont mis en évidence la persistance de Trueperella pyogenes jusqu'à 4 à 6 semaines postpartum lors d'infection utérine et donc de retard d'involution. Cette bactérie agit de plus en synergie avec des bactéries à Gram (-) anaérobies. Une production bactérienne de lipopolysaccharide ou LPS trop importante induit des lésions de l'endomètre et un retard de reprise de l'activité ovarienne (Sheldon et al. 2006). Le basculement d'une contamination « physiologique » à pathologique au cours du postpartum est toujours mal compris ce jour (Pascottini, LeBlanc 2020). L'échec de la gestion de la prolifération bactérienne est responsable d'un retard d'involution utérine (Sheldon, Owens 2017). Ainsi Azawi (2008) explique que la quantité de bactéries contaminant l'utérus peut suffire à dépasser les défenses immunitaires locales. De plus, le matériel nécrotique présent dans l'utérus en postpartum représente une matrice propice à la croissance bactérienne. 3. Les infections utérines Lorsque la contamination bactérienne utérine devient pathologique, il s'agit d'une infection utérine. Le consensus de Sheldon et Owens (2017) met en lumière les définitions des différentes infections utérines existantes au cours du postpartum. Il en existe quatre : -La métrite : le plus souvent au cours des 10 jours postpartum. L'utérus est hypertrophié contenant un liquide rouge-marron à visqueux blanc/ purulent plus ou moins associé à une odeur fétide. La sévérité de la métrite dépend de la clinique et peut aller jusqu'à la toxémie. Il est distingué des grades différents : grade 1 l'animal a un utérus hypertrophié associé à une décharge purulente sans aucun signe clinique ; grade 2 l'animal présente des signes de maladie systémique comme une diminution de production laitière, de la fièvre, de la faiblesse ; grade 3 ou métrite puerpérale ou toxique, l'animal présente des signes de toxémie avec anorexie, extrémités froides, chute, tachycardie, tachypnée, diarrhée, déshydratation, etc. -L'endométrite clinique : à partir de 21 jours postpartum avec présence d'une décharge vaginale purulente. 28-35 jours postpartum. 2. Équilibre entre contamination physiologique et pathologique -L'endométrite subclinique : mise en évidence par cytologie vers 35-40 jours postpartum. Il s'agit
	d'une persistance de l'inflammation de l'endomètre avec une infiltration de leucocytes
	neutrophiles.

  Le leucotriène B4 ou LTB4 a une action leucotactique. Il augmente la capacité phagocytaire des leucocytes et stimule l'activation des lymphocytes T et B ainsi que leur différenciation. Le taux de LTB4 est maximal au 1 er jour du postpartum puis diminue progressivement jusqu'au 20 ème jour.La PGI2 ou prostacycline possède, tout comme les PGE2, une action vasodilatatrice et immunodépressive. Elle inhibe de plus le processus de collagénolyse (dégradation du collagène) à l'approche du terme et exerce donc une activité anti-séparation placentaire. Le thromboxane B2 (ou TXB2), quant à lui, stimule le processus de séparation placentaire en favorisant également l'activité leucocytaire, notamment au niveau des cryptes caronculaires. Ainsi,[START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] exposent une diminution du rapport TXB2/PGI2 lors de retard d'involution utérine. Follicle Stimulating Hormone).[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF] précisent que c'est la sécrétion de progestérone qui est responsable de ce rétrocontrôle. La lyse du corps jaune gestationnel et le part lèvent alors cette inhibition et initient la reprise de l'activité ovarienne.

[START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] 

soulignent l'importance des rapports quantitatifs entre les différents eicosanoïdes au cours du postpartum, notamment PGF2α/PGE2. Ainsi, ils expliquent que les vaches présentant un retard d'involution utérine ont un rapport PGF2α/PGE2 avoisinant 1 contre 20 pour les animaux présentant une involution utérine normale. La proportion de PGF2α est d'importance significative pour dépasser les rôles antagonistes des PGE2, notamment immunosuppressif. De la même manière, une diminution du rapport PGE2/LTB4 est associé à un retard d'involution utérine. Tableau 4 : Résumé des rôles des eicosanoïdes au cours de l'involution utérine Eicosanoïdes Rôle/Action au cours de l'involution utérine PGF2alpha Immunostimulatrice : favorise le chimiotactisme, l'action neutrophilique Favorise les contractions utérines Lyse du corps jaune et suppression de l'imprégnation progestéronique de l'utérus PGE2 Anti-inflammatoire et immunosuppressive : augmente le taux d'apoptose et limite l'activité lymphoblastique Inhibe les contractions utérines PGI2 ou prostacycline Action vasodilatatrice et immunosuppressive Activité anti-séparation placentaire par inhibition de la dégradation du collagène utérin LTB4 (leucotriène) Activité leucotactique, activation lymphocytes T et B TXB2 (thromboxane) Favorise l'activité leucotactique 6. Les facteurs de croissance Les facteurs de croissance sont des molécules médiatrices du turnover tissulaire et de la régénération de l'endomètre au cours de l'involution utérine. Ainsi les facteurs de croissance ou « Growth Factor » (GF) se lient sur leurs récepteurs cellulaires. Cette liaison induit un message cellulaire de croissance et de prolifération. Comme l'expliquent Llewellyn et al. (2008), les facteurs IGF1 (Insulin-like Growth Factor) et IGF2 ont été mis en évidence au coeur de l'endomètre et du myomètre des cornes utérines chez la vache. De nombreux autres facteurs de croissance IGFs ont été mis en évidence de manière générale dans l'utérus de la vache. Le récepteur liant l'IGF, l'IGFBP-2 (Insuline-like Growth Factor Binding Protein), est un stimulateur direct de la mitose de cellules endométriales au cours du postpartum et de l'involution utérine. d) Modifications hormonales 1. Lyse du corps jaune gestationnel

Le corps jaune gestationnel persiste sur l'ovaire au cours de la gestation chez la majorité des mammifères domestiques. La production de prostaglandines PGF2α débute quelques jours avant le part par l'endomètre utérin notamment. Elles sont, comme expliqué plus haut, responsables de la lyse du corps jaune gestationnel

[START_REF] Lindell | Post-partum release of prostaglandin F2α and uterine involution in the cow[END_REF]

.

[START_REF] Elmetwally | Uterine Involution and Ovarian Activity in Postpartum Holstein Dairy Cows[END_REF] 

explique que la gestation exerce un rétrocontrôle négatif sur l'axe hypothalamo-hypophysaire qui sécrète les gonadotrophines LH (Luteinizing Hormone) et FSH (

  Parallèlement,[START_REF] Bibliographie Adnane | Risk factors of clinical and subclinical endometritis in cattle: A review[END_REF] affirment que la prévalence de retard d'involution utérine et d'infections utérines augmente chez les vaches vêlant entre le mois de novembre et le mois d'avril. En effet la saison est pluvieuse et les vaches sont en moins bonne santé de manière générale au cours de cette période.[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF] concluent qu'il existe une légère tendance selon laquelle l'involution utérine est plus rapide au cours du printemps et de l'été. Il n'existe cependant pas de réponse univoque ce jour concernant l'influence de la saison de vêlage sur l'involution utérine au cours du postpartum.Nombreux sont les événements liés au vêlage qui influencent négativement l'involution utérine de manière directe ou indirecte. Les auteurs s'accordent à dire que les dystocies, les gestations gémellaires, les césariennes, les mort-nés, les avortements et les rétentions placentaires favorisent les retards d'involution utérine[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF][START_REF] Sheldon | Uterine diseases in cattle after parturition[END_REF][START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF].[START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF] précisent même que le retard d'involution utérine est en général d'une durée de 5 à 8 jours. Une stéatose hépatique car elle favorise l'atonie utérine ; -Une carence en vitamine E, en sélénium voire en vitamine A. Ces anti-oxydants sont essentiels à la synthèse des précurseurs des PGF2α ; -Une gestation gémellaire et un vêlage induit souvent à l'origine d'un échec de maturation placentaire par raccourcissement de la gestation d'environ 8 jours ; -Une hypocalcémie, favorisant l'atonie utérine et les dystocies ; -Toute autre maladie intercurrente du péri-partum comme une cétose, une mammite ou un déplacement de caillette.2.3 Conséquences sur l'involution utérineUne rétention placentaire favorise le retard d'involution utérine par différents processus.[START_REF] Sheldon | The postpartum uterus[END_REF] présente une non-délivrance comme une matrice tissulaire et nécrotique encore plus propice au développement des bactéries au sein de l'utérus lors de la contamination péri-et postpartum. Plusieurs auteurs expliquent que l'influence majeure de la rétention placentaire survient au niveau de la synthèse des prostaglandines. Ainsi, un déficit en PGF2α est observé et en parallèle une augmentation en PGE2[START_REF] Bencharif | Prostaglandines et post-partum chez la vache[END_REF].[START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] apportent plus de précisions sur ce phénomène en étudiant la cinétique des prostaglandines. Etant donné la présence en plus grand nombre de cellules binucléées du fait de la rétention placentaire, la synthèse des PGI2 et PGE2 est augmentée au détriment de celle des PGF2α. La quantité sanguine de PGE2 mise en évidence au moment du vêlage chez les vaches ayant une rétention placentaire s'élève à 12 ng/ml contre 1,2 ng/mL en moyenne chez les vaches saines. En somme, le rapport PGF2α/PGE2 est divisé par 20 en comparaison à une vache ayant correctement délivré. Le rapport LTB4/PGE2 diminue aussi et le rapport PGI2/TXB2 augmente. Les actions immunosuppressives et anti-inflammatoires des PGE2 prennent alors le dessus sur les PGF2α. Ce phénomène favorise la d'améliorer la rapidité de déclenchement de la réponse immunitaire à la contamination bactérienne. Une carence en anti-oxydants comme la vitamine E induit un état inflammatoire prolongé avec la production accrue de TNFα et diminue l'accumulation cellulaire de précurseurs des PGF2α au cours du péri-partum (Sheldon 2019). 1.3 Carences en minéraux Les minéraux participent à l'échelle cellulaire à la réponse immunitaire gérant la contamination bactérienne au cours de l'involution utérine. Le magnésium est impliqué dans le phénomène d'opsonisation ayant lieu au cours de l'immunité adaptative. Une carence en sélénium influence négativement la fonction neutrophilique ainsi que le métabolisme de l'acide arachidonique et donc la synthèse des prostaglandines. Le zinc, le cuivre et le fer font partie des sécrétions du lysosome au cours de la phagocytose. Un manque de ces minéraux diminue l'efficacité phagocytaire et favorise alors un retard d'involution utérine par le développement d'une infection utérine. 2. Déficit énergétique du postpartum La préparation au vêlage et le postpartum immédiat sont des étapes charnières du bon déroulement de la lactation. Toutes les vaches laitières sont sujettes à une balance énergétique négative au cours des deux semaines précédant le part et les 3 premières semaines post-partum minimum (Adnane et al. 2017). Au cours de cette période, la capacité d'ingestion de la vache diminue, ne lui permettant plus de couvrir ses besoins énergétiques (vêlage, début de la lactation). Le pic de lactation étant entre 4 et 6 semaines postpartum et la capacité d'ingestion à son maximum à 8-10 semaines postpartum, plusieurs semaines sont associées à un déficit énergétique.Le coma vitulaire demeure aujourd'hui une pathologie récurrente chez la vache laitière, bien que mieux appréhendée d'un point de vue zootechnique. De plus, les hypocalcémies subcliniques sont largement sous estimées, et leur prévalence varie selon le rang de lactation de la vache allant de 25 % pour les primipares à 47 % pour les multipares[START_REF] Reinhardt | Prevalence of subclinical hypocalcemia in dairy herds[END_REF]).

	e) Problèmes au vêlage
	1. Problèmes au vêlage favorisant un retard d'involution utérine
	g) Maladies métaboliques
	2.2 Facteurs favorisant une rétention placentaire
	1. Hypocalcémie
	De nombreux facteurs favorisent une rétention placentaire en influençant le processus physiologique de
	délivrance d'après Sheldon (2019) :
	-Un avortement d'origine infectieuse ou non, souvent associé à une placentite ;
	-Une durée de gestation modifiée (plus longue ou plus courte). Une gestation plus courte
	influencera la maturation du placenta en fin de gestation. Une gestation plus longue au contraire,

2. Cas particulier de la rétention placentaire

2.1 Physiopathologie

La délivrance est un phénomène physiologique se déroulant dans les 24-48 heures après le vêlage. Il s'agit de la rupture de la liaison entre le cotylédon foetal et la caroncule maternelle au niveau du placenta. Trois mécanismes se succèdent pour le bon déroulement de la délivrance : la maturation du placenta via notamment une diminution du nombre de cellules binucléées dans l'allantochorion qui synthétisent des protéases et collagénases ; l'arrêt de la vascularisation placentaire lors de la rupture du cordon ombilical au cours de la naissance ; les contractions utérines entraînant la sortie du placenta vers le milieu extérieur

[START_REF] Sheldon | The Metritis Complex in Catle[END_REF]

.

[START_REF] Sheldon | The Metritis Complex in Catle[END_REF] 

explique alors qu'une rétention placentaire est un échec de délivrance ou une nondélivrance. Un ou plusieurs des trois mécanismes de la délivrance sont donc altérés. L'incidence des rétentions placentaires varie de 4 à 8 % au sein d'un troupeau et augmente lors de dystocies. Plusieurs causes ont été mises en évidence dans ce phénomène pathologique. Un problème au niveau de la maturation péri-partum est évoqué par Sheldon (2019) via un échec de protéolyse. En effet, les vaches en rétention placentaire présentent un déficit en enzyme beta-N-acétyl-glucosaminidase responsable du métabolisme des protéoglycanes, protéines de liaison cellulaire foeto-maternelle. Il cite également qu'un déficit de synthèse de PGF2α intervient dans le processus pathologique de la non-délivrance.

[START_REF] Bencharif | Prostaglandines et post-partum chez la vache[END_REF] 

évoquent également qu'une placentite au cours de la gestation ou au moment du vêlage cause une adhérence utéro-choriale et peut entraîner une rétention placentaire. favorisera un élargissement des placentomes par un foetus post-mature ce qui influencera la séparation placentaire ; -Une dystocie, une atonie utérine ou une césarienne qui modifient la maturation placentaire, la rupture du cordon ombilical dans le cas de la césarienne et les contractions utérines ; -persistance bactérienne au sein de l'utérus et le développement d'une infection utérine. Le retard d'involution est donc nettement favorisé. f) Alimentation 1. Apports nutritionnels 1.1 Apports protéiques de la ration Adnane et al. (2017) expliquent l'importance de la qualité et de la quantité de protéines ou de matière azotée dans la ration alimentaire des vaches, notamment au moment du vêlage et du postpartum. En effet, la matière azotée peut influer sur l'efficacité immunitaire de la vache. Ainsi, une carence protéique diminue sévèrement l'efficacité phagocytaire des cellules de l'immunité. En parallèle, un excès de matière azotée dans la ration peut diminuer la production de lymphocytes au cours de la réaction immunitaire adaptative et favoriser le développement d'une infection utérine, et donc d'un retard d'involution utérine. Le mécanisme en jeu est dû à l'augmentation de la concentration sérique en ammoniac et la diminution du pH environnant qui favorise le développement bactérien et la production d'endotoxines par les bactéries comme le LPS (Adnane et al. 2017; Elmetwally 2018). Il s'agit d'un état subclinique ou clinique d'acidose. 1.2 Carences en vitamines De nombreuses vitamines interviennent dans l'immunité (Adnane et al. 2017). Une ou plusieurs carences vitaminiques peuvent donc favoriser le dépassement des fonctions immunitaires lors de la contamination utérine postpartum et un retard d'involution utérine. Les vitamines B et C participent à la synthèse d'anticorps. La vitamine C a, de plus, un rôle dans la protection des membranes cellulaires et la lutte contre les radicaux libres. La vitamine A est tout autant essentielle à l'involution utérine à travers son rôle dans le développement de l'épithélium et la différenciation cellulaire intervenant au cours de la cicatrisation utérine du postpartum. Elle permet également d'augmenter le nombre de macrophages tissulaires et donc Pour pallier ce déficit, la vache mobilise ses graisses corporelles. Il en découle une accumulation sanguine d'AGNE ou Acide Gras Non Estérifiés ainsi que de corps cétoniques. De nombreux auteurs s'accordent sur le rôle immunosuppressif de ces métabolites. Ainsi Hammon et al. (

2006

) ont corrélé négativement la balance énergétique négative avec la fonction neutrophilique. Dans la continuité de ce travail, Chastant-Maillard, Deguillaume (2012) expliquent que l'accumulation des métabolites cités précédemment due au déficit énergétique induit une diminution de la concentration sanguine en lymphocytes ainsi qu'une diminution de leur activité. Une moins bonne expression des gènes de l'immunité est également rapportée au niveau de l'endomètre. Finalement, les AGNE et les corps cétoniques induisent la diminution du chimiotactisme, la diminution de l'activité phagocytaire des neutrophiles ainsi que l'activation de la cascade inflammatoire via notamment le TNF-α. Ster, Loiselle, Lacasse (2012) concluent que ce déficit énergétique favorise les retards d'involution utérine par la dépression des fonctions immunitaires. Plus récemment, Pascottini, LeBlanc (2020) expliquent que les vaches en retard d'involution utérine présentent, dès 15 jours postpartum, une concentration sérique en AGNE supérieure à celle des vaches saines. Il est donc important de limiter cette balance énergétique négative au cours du postpartum tout en prévenant le risque d'acidose (excès d'énergie). Une hypocalcémie subclinique est diagnostiquée dès lors que le calcium plasmatique est inférieur à 2,0 mmol/L.

[START_REF] Kamgarpour | Post partum subclinical hypocalcaemia and effects on ovarian function and uterine involution in a dairy herd[END_REF][START_REF] Sheldon | The Metritis Complex in Catle[END_REF] 

expliquent qu'un manque de calcium peut impliquer une diminution en intensité et en fréquence des contractions utérines, favoriser une rétention placentaire et augmenter l'intervalle vêlage-insémination fécondante. Il a été mis en évidence qu'il existe une différence significative sur la rapidité d'involution du col utérin au cours du postpartum selon le

du suboestrus et désordres utérins dû à un corps jaune ou persistant (endomètre, pyomètre

  Cet état inflammatoire est particulièrement marqué lors de stéatose hépatique due à une vache trop grasse voire obèse au moment du vêlage[START_REF] Bibliographie Adnane | Risk factors of clinical and subclinical endometritis in cattle: A review[END_REF]. La cétose peut être subclinique ou clinique (dès que le taux de corps cétoniques >3 mmol/L dans le sang). Elle favorise les rétentions placentaires, les métrites, les endométrites et donc les retards d'involution utérine. Récemment,[START_REF] Yáñez | Relationship between Postpartum Metabolic Status and Subclinical Endometritis in Dairy Cattle[END_REF] ont montré que le risque de retard d'involution utérine est augmenté de 60% chez les vaches présentant une cétose clinique. Le mécanisme mis en jeu s'inscrit dans la continuité de celui induit par le déficit énergétique au cours du postpartum : les métabolites accumulés conduisent à une immunosuppression massive de la fonction neutrophilique ainsi qu'une augmentation de la production de cytokines pro-inflammatoires (TNFα, IL1 notamment).[START_REF] Wenting | Reprise atypique de la cyclicité ovarienne chez la vache laitière : une forte association avec la cétose[END_REF] ajoutent qu'une cétose est à l'origine d'un retard de la reprise de l'activité ovarienne.[START_REF] Vangroenweghe | Physiology of the periparturient period and its relation to severity of clinical mastitis[END_REF] expliquent cependant les mécanismes de défense de la mamelle au cours d'une infection colibacillaire : un afflux massif de polynucléaires neutrophiles sous influence de cytokines proinflammatoires permet la gestion de l'infection. Ainsi, une mammite peut entrer directement en compétition avec l'involution utérine quant au nombre de granulocytes neutrophiles disponibles[START_REF] Bibliographie Adnane | Risk factors of clinical and subclinical endometritis in cattle: A review[END_REF]. Il est nécessaire d'évoquer l'étude plus récentede Venjakob et al. (2021). Ces derniers ont mis en évidence la présence d'une hypocalcémie au cours des premiers jours du postpartum chez les vaches présentant une mammite clinique simple ou compliqué d'une autre maladie du postpartum (infection utérine, cétose, etc.).2. Maladies abortivesLes avortements sont sujets à une surveillance sanitaire pour la gestion des maladies infectieuses et zoonotiques pour la plupart. Ainsi Guatteo, Hessemann, Gache (2020) présentent les résultats obtenus par l'Observatoire et Suivi des Causes d'Avortements chez les Ruminants (OSCAR). Les maladies infectieuses les plus fréquentes à l'origine des avortements sont les suivantes (dans leur ordre d'importance) : la néosporose, la BVD, la fièvre Q, la listériose, la salmonellose et la chlamydiose. D'autres agents pathogènes interviennent de manière plus anecdotique mais ne seront pas évoqués ici.La BVD ou bovine viral diarrhea est une maladie fréquente en France. Il s'agit d'un pestivirus, de la famille des Flavivirus[START_REF] Peterhans | BVDV and innate immunity[END_REF], nommé bovine viral diarrhea virus (BVDV). Comme l'explique[START_REF] Brownlie | The pathogenesis of bovine virus diarrhoea virus infections[END_REF], l'infection se réalise par la voie oro-nasale. Le virus rejoint alors la circulation sanguine et atteint l'utérus. Lors de gestation, le BVDV envahit le placenta. Cette infection peut provoquer un avortement, favoriser une rétention placentaire et un retard d'involution utérine.[START_REF] Brownlie | The pathogenesis of bovine virus diarrhoea virus infections[END_REF] toujours, présente la placentite comme cause primaire de l'avortement avec notamment une modification des taux de cytokines pro-inflammatoires. Chez le mouton, des lésions de l'endothélium vasculaire du cordon ombilical ont été mises en évidence menant à la mort foetale et l'avortement. neutrophilique ; il diminue la synthèse de TNFα, de leucotriènes, de neutrophiles ; il augmente la synthèse de PGE2, prostaglandines immunosuppressives. Ces modifications de la réponse immunitaire peuvent conduire à un retard d'involution utérine via le développement d'une métrite ou d'une endométrite[START_REF] Peterhans | BVDV and innate immunity[END_REF].La fièvre Q est une maladie zoonotique due à Coxiella burnetii, bactérie intracellulaire à Gram (-). Cette bactérie exerce une pression économique de grande ampleur sur l'élevage car elle provoque les affections suivantes : avortement, mise-bas prématurée, rétention placentaire, métrites. Elle est donc à l'origine de retard d'involution utérine[START_REF] España | Q Fever (Coxiella Burnetii). Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine[END_REF][START_REF] Kuntz | Fièvre Q : un impact sur la reproduction des bovins[END_REF]. Coxiella est à l'origine d'une placentite provoquant des modifications suppuratives du chorion causant avortement et rétention placentaire. Les lésions placentaires observées peuvent également être de nature nécroticohémorragiques comme l'explique[START_REF] Jorgen | Coxiella burnetii associated reproductive disorders in domestic animals-a critical review[END_REF]. Le lipopolysaccharide ou LPS pariétale de la bactérie semble jouer un rôle clé dans la pathogénie. De plus, la bactérie interagit avec le système immunitaire favorisant le développement d'infections utérines[START_REF] Woldehiwet | Q fever (coxiellosis): Epidemiology and pathogenesis[END_REF]). De Biase et al. (2018) nuancent cependant l'imputabilité de Coxiella burnetii seule au développement de métrites et d'endométrites au cours du postpartum.Il existe plusieurs analogues des prostaglandines PGF2α disponibles. Ces analogues ont montré leur efficacité dans le traitement des retards d'involution utérine au cours du postpartum comme l'expliquent[START_REF] Bencharif | Prostaglandines et post-partum chez la vache[END_REF]. En effet, leur utilisation par le biais de deux injections à 11 jours d'intervalle a[START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] ajoutent qu'il s'agit du traitement de choix des retards d'involution utérine et des endométrites au cours du postpartum. Ils précisent notamment que les analogues des PGF2α ont, au-delà de leur effet lutéolytique, un effet utérotonique. Lors d'une administration, l'ouverture du col ainsi que des contractions du myomètre sont rapportées[START_REF] Kasimanickam | The effect of a single administration of cephapirin or cloprostenol on the reproductive performance of dairy cows with subclinical endometritis[END_REF]. Picard-Hagen (2012) rapportent que ces effets sont de courte durée et dépendent de l'analogue utilisé, de sa dose et du moment du cycle (effet absent lors de l'oestrus). Ces analogues, au même titre que les PGF2α, favorisent la phagocytose et l'afflux leucocytaire au sein de l'utérus tout en contrecarrant les effets délétères initiés par la prédominance des PGE2 (cf. supra sur l'importance du rapport PGF2α/PGE2).[START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF] ajoute que l'administration exogène induit la production de prostaglandines PGF2α endogènes en augmentant indirectement la synthèse puis le métabolisme de l'acide arachidonique. Ainsi, sur les 2723 publications évoquant ce sujet, seules 68 ont pu être retenues et seulement 21 ont pu faire l'objet d'une comparaison avec une forte force de preuve dans le contexte d'Evidence-Based Medicine. Les résultats sont alors les suivants : 7 études mettent en évidence un effet positif des PGF2α dans le traitement des endométrites chroniques, 7 montrent aucun effet, 2 montrent un effet négatif de l'usage des prostaglandines de synthèse. Parmi les 7 montrant un effet positif, seules 3 études sont statistiquement significatives. Leur publication suivante conclut alors sur l'inefficacité des PGF2α de synthèse pour améliorer l'intervalle vêlage-première insémination ou insémination fécondante chez les vaches sujettes aux endométrites chroniques[START_REF] Haimerl | Therapy of bovine endometritis with prostaglandin F2α: A meta-analysis[END_REF]. Ainsi, il est nécessaire de reconsidérer aujourd'hui l'usage des prostaglandines de synthèse dans la gestion des retards d'involution utérine. En effet, leur utilité reste discutée et le coût économique est Les antibiotiques par voie locale A ce jour, la céphapirine est l'antibiotique le plus utilisé par administration intra-utérine pour traiter les retards d'involution utérine. Il s'agit d'un antibiotique de la famille des céphalosporines de 1 ère génération. Son spectre est principalement actif contre les bactéries à Gram +, les anaérobies et est faiblement actif contre celles à Gram -[START_REF] Kasimanickam | The effect of a single administration of cephapirin or cloprostenol on the reproductive performance of dairy cows with subclinical endometritis[END_REF]. Son action est bactéricide. Son administration se fait directement par voie utérine à l'aide d'une sonde plastique qui est introduite par le col.[START_REF] Lima | Effects of 1 or 2 treatments with prostaglandin F2α on subclinical endometritis and fertility in lactating dairy cows inseminated by timed artificial insemination[END_REF] précisent qu'il s'agit d'un traitement particulièrement efficace lors de pertes vaginales purulentes. 3. Efficacité comparée des deux traitements principaux De nombreux auteurs se sont attelés à la tâche de comparer l'efficacité des deux traitements principalement utilisés lors de retard d'involution utérine. Les différentes études se sont intéressées aux performances de reproduction (intervalle vêlage-première insémination, nombre d'inséminations, taux de réussite) de chaque individu malade par rapport aux vaches saines pour juger de l'efficacité d'un traitement. Kasimanickam et al. (2005), Lima et al. (2013), Sheldon (2019) s'accordent sur le fait que les deux traitements, soit deux injections d'analogues de PGF2α à 11 jours d'intervalle soit l'administration intra-utérine de céphapirine, ne montrent pas de différences significatives. LeBlanc et al. (2002a) Ainsi, une vache ayant avortée nécessite 70 à 80 jours en plus nécessaires pour concevoir à l'insémination. Ils ont finalement mis en évidence une moyenne de 7 jours de plus avant la première insémination artificielle pour les vaches atteintes de retard d'involution utérine par rapport aux vaches saines. En accord avec cette tendance, LeBlanc et al. (2002) estiment, eux, que les vaches étant en retard d'involution utérine ont 9 à 19 jours de plus avant la première ovulation postpartum que les vaches saines.

		2.3 Fièvre Q				
	Tableau 5 : Principaux analogues des prostaglandines PGF2α disponibles en France
	Analogue des PGF2α Posologie	et	voie	Indications thérapeutiques du RCP (Résumé des
		d'administration		Caractéristiques du Produit) (ircp.anmv.anses.fr)
	Dinoprost	25 mg par animal à	Lutéolyse, synchronisation de l'oestrus, traitement
		renouveler si nécessaire à	de l'anoestrus dû à la persistance d'un corps jaune
		11	jours-	voie	ou un kyste lutéal, induction avortement et mise
		intramusculaire		bas, traitement adjuvant des métrites
						chroniques et pyomètres
	Cloprosténol	0,5 mg par animal à	Lutéolyse,	synchronisation	de	l'oestrus,
	2.2 BVD 4. Effets des traitements 1. Les analogues des PGF2alpha renouveler si nécessaire à 11jours-voie intramusculaire avant 60 jours postpartum traitement Au cours de son travail, Deguillaume (2011) a mis en évidence qu'une inflammation utérine aussi bien 2019).
	endométriale que cervicale portait atteinte à la fertilité de la vache (cf. figure suivante). Seegers et al.
	(2012) ajoutent que la réussite à la première insémination est réduite de 16 à 40% chez les vaches
	présentant une inflammation utérine persistante au cours du postpartum.
		3. Maladies infectieuses intercurrentes
		1. Mammites				

2. Cétose

La cétose fait suite au déficit énergétique, évoqué précédemment. L'accumulation pathologique des corps cétoniques et d'acide gras non estérifiés conduit à un état inflammatoire systémique.

L'effet d'une mammite clinique sur l'involution utérine a peu été étudié. Vangroenweghe, Lamote,

2.1 Néosporose

La néosporose est une maladie due à Neospora caninum, un parasite intracellulaire pour qui le bovin est un hôte intermédiaire, l'hôte définitif étant le chien. L'infestation se réalise par voie orale puis le parasite diffuse par voie sanguine dans l'organisme, jusque l'utérus gestant. La présence de chien dans la ferme est le facteur de risque principal. L'infection s'effectue également par voie verticale au cours d'une gestation : la maladie constitue une raison de réforme précoce. Ce parasite est la première cause d'avortement en France chez les bovins d'après l'OSCAR sous forme endémique ou épidémique

[START_REF] Lefkaditis | Neospora caninum, A potential cause of reproductive failure in dairy cows from Northern Greece[END_REF]

. Cette maladie est donc d'une grande importance économique. Comme évoqué plus haut, un avortement prédispose à une rétention placentaire et donc a fortiori un retard d'involution utérine.

[START_REF] Dubey | Pathogenesis of Bovine Neosporosis[END_REF] 

expliquent la pathogénicité de Neospora caninum : la présence intracellulaire du parasite provoque au sein des cellules utérines une production de cytokines proinflammatoires (IL10, IL2, TNFα notamment). Cette inflammation est à l'origine d'une placentite. Les mécanismes en jeu dans le déclenchement de l'avortement par la suite sont incertains. Deux hypothèses sont évoquées : la placentite associée au parasite provoque des dommages tissulaires suffisants pour risquer la survie du foetus ou la placentite induit la production de prostaglandines conduisant à la lyse du corps jaune et à l'avortement.

[START_REF] Brodersen | Bovine Viral Diarrhea Virus Infections: Manifestations of Infection and Recent Advances in Understanding Pathogenesis and Control[END_REF] 

ajoute que le taux de prostaglandines augmentant sous l'action du virus, le corps jaune gestationnel se lyse. Le virus de la BVD favorise également le développement d'infection utérine au cours du postpartum. Ainsi, il diminue la prolifération des lymphocytes et la synthèse des immunoglobulines au niveau de l'immunité adaptative. Concernant l'immunité innée, il interfère avec le chimiotactisme rendant anarchique la migration 2.4 Autres maladies abortives : listériose, salmonellose, chlamydiose Des bactéries intracellulaires sont responsables d'avortements chez les bovins et prédisposent au retard d'involution utérine par rétention placentaire : Listeria monocytogenes, Salmonella dublin, Chlamydia abortus. Ces trois agents pathogènes représentent un risque zoonotique. La listériose, due à Listeria monocytogenes, est contractée par ingestion (ensilage, eau, etc). Une translocation bactérienne a lieu via les macrophages jusqu'aux tissus utérins et placentaires. Une septicémie est alors engendrée par la multiplication bactérienne chez le foetus provoquant sa mort et son avortement 48 heures après (Šteingolde, Avsejenko, Berziņš 2014; Whitman et al. 2020). La même pathogénie est mise en cause lors d'avortement dû à Salmonella dublin

[START_REF] Hall | A study of the pathogenesis of experimental salmonella dublin abortion in cattle[END_REF][START_REF] Nielsen | Review of pathogenesis and diagnostic methods of immediate relevance for epidemiology and control of Salmonella Dublin in cattle[END_REF]

). Holschbach, Peek (2018) ajoutent qu'une endotoxémie chez la mère peut également intervenir dans l'avortement via la libération massive de médiateurs de l'inflammation comme les prostaglandines. Ces dernières provoquent alors la lutéolyse et l'avortement. Le rôle de l'hyperthermie, souvent sévère lors de salmonellose, est également souligné dans la libération des prostaglandines pouvant mener à la lyse du corps jaune gestationnel. La pathogénie de Chlamydia abortus reste inconnue à ce jour.

[START_REF] Kaltenboeck | Bovine Chlamydophila spp. infection: Do we underestimate the impact on fertility?[END_REF] 

évoquent le rôle de la réaction immunitaire lors de chlamydiose dans le déclenchement de l'avortement, comme évoqué lors de salmonellose. Il est cependant notifié que Chlamydia abortus est une bactérie à l'origine d'avortements, d'infection utérines ainsi que de mammites de manière certaine (Pellerin et al. montré des performances de reproduction similaires chez les vaches atteintes d'inflammation utérine aux vaches saines : la réussite à l'insémination et le taux de gestation au cours du postpartum étaient similaires. La dose varie selon l'analogue utilisé (détails plus loin). La condition sine qua non de ce traitement est que la première injection doit avoir lieu dans les 40 premiers jours postpartum. Au-delà, l'utérus présente la plupart du temps des lésions irréversibles. Dans la continuité de ce travail, ), induction avortement et mise bas Alfaprostol 0,75 ml/100kg de poids vif avec 2 mg par ml-voie intramusculaire

Lutéolyse, synchronisation de l'oestrus, traitement de l'anoestrus dû à la persistance d'un corps jaune ou un kyste lutéal, induction avortement et mise bas, expulsion foetus momifié, traitement adjuvant des endométrites et pyomètres

[START_REF] Slama | Cinétique des prostaglandines F2alpha, E2 et I2 en période postpartum chez la vache : données endocrinologiques et perspectives thérapeutiques[END_REF] 

indiquent que la présence d'un corps jaune sur l'un des ovaires n'est pas nécessaire à l'administration de ce traitement.

LeBlanc et al. (2002a) 

sont en désaccord avec ce fait : un traitement initié en l'absence de corps jaune perd en efficacité.

Haimerl, Arlt, Heuwieser (2012) ont travaillé sur la qualité et la comparabilité des différents essais et travaux portant sur l'usage des PGF2α de synthèse dans le cadre d'endométrite chronique. Ils ont établi trois niveaux de preuve selon les caractéristiques des études (protocole, randomisation, présence d'un groupe témoin, taille de l'échantillon, etc.). élevé pour les éleveurs.

[START_REF] Sheldon | The Metritis Complex in Catle[END_REF] 

explique que la controverse persiste encore car aucun consensus n'a pu être établi à ce jour : l'utilisation des prostaglandines de synthèse relève des convictions et des habitudes des praticiens sans aucune preuve formelle de leur efficacité.

2. nuancent tout de même ce propos : les deux traitements ont des efficacités comparables lorsqu'il y a présence d'un corps jaune sur l'un des ovaires. A contrario, lors qu'il n'y a pas de corps jaune, l'administration intra-utérine d'antibiotique se montre plus efficace. Picard-Hagen (2012) précise qu'une absence d'effet des PGF2α a été observée aussi bien en présence d'un corps jaune qu'en absence. Aucun consensus n'est donc établi à ce jour concernant le traitement des retards d'involution utérine. Le libre choix est laissé au praticien entre l'usage d'hormone de synthèse et celui des antibiotiques dans un contexte général de réduction de ces derniers ou en regard de la discussion autour des prostaglandines de synthèse (cf. supra).

III

-DIAGNOSTIC DE RETARD D'INVOLUTION UTERINE a) Enjeux autour du retard d'involution utérine 1. Atteinte des performances de reproduction et secondairement de lactation De nombreuses études ont étudié les conséquences des retards d'involution utérine sur les performances de reproduction des vaches laitières. Au cours d'une méta-analyse,

[START_REF] Fourichon | Effect of disease on reproduction in the dairy cow : a meta-analysis[END_REF] 

ont chiffré un retard de 19 jours en moyenne pour concevoir un nouvel embryon chez les vaches atteintes de métrites par rapport aux vaches saines. Les retards varient en fonction de la nature de l'inflammation utérine.

  De nombreuses méthodes peuvent être utilisées pour le suivi de l'involution utérine et le diagnostic de retard d'involution ainsi que des infections utérines comme les endométrites. Certaines sont plus facilement accessibles pour les praticiens sur le terrain que d'autres. Une estimation approximative de la taille du col, ainsi qu'une appréciation de la symétrie des cornes et de la consistance de l'utérus sont également utilisées. Ainsi une hypertrophie du col (>7.5-8 cm environ) ou des cornes, une dissymétrie des cornes, un utérus fluctuant peuvent être associés à un retard d'involution utérine et une infection utérine.[START_REF] Azawi | Postpartum uterine infection in cattle[END_REF] précise cependant que lorsqu'un utérus est jugé correctement involué par l'opérateur, il n'est pas exclu qu'une infection utérine demeure. Deguillaume, Chastant-Maillard (

	1. Palpation transrectale
	Historiquement, la palpation transrectale est la méthode la plus utilisée pour suivre l'involution utérine
	au cours du postpartum. Elle est en générale utilisée seule ou en association avec d'autres méthodes. Les
	auteurs s'accordent sur le fait qu'il s'agit d'une méthode subjective (Hanzen 2004a; Azawi 2008;
	Deguillaume, Chastant-Maillard 2009). Plusieurs critères sont établis pour le diagnostic des retards
	d'involution utérine et la présence d'infection utérine :
	-L'utérus doit être contournable à 15 jours postpartum et regroupable dans le creux de la main à
	30 jours postpartum sinon il y a un retard d'involution voire une infection utérine ;
	-
	2. Conséquences économiques pour l'élevage
	Il est difficile aujourd'hui d'estimer les pertes économiques dues au retard d'involution utérine au sein
	d'un troupeau laitier tant il s'agit de pertes directes comme indirectes. Comme l'expliquent Bareille et
	al. (2003), les pertes économiques directes correspondent aux pertes laitières. Il faut également ajouter à
	cela les pertes liées à la reproduction : traitements des retards d'involution utérine, nombre
	d'inséminations nécessaires, réformes anticipées des vaches pour infertilité, coût d'alimentation plus
	long, etc. Seegers et al. (2012) estiment le coût à 6€ par vache par an lors de métrites avec une faible
	prévalence au sein de l'élevage. Ce chiffre peut atteinte entre 15 et 50€ lorsqu'il s'agit d'un élevage

confronté à de nombreux retards d'involution utérine. Lors d'endométrite, le coût est lui estimé à 2€/vache/an, pouvant également être multiplié par six lors de nombreux cas au sein d'un même élevage. Il serait nécessaire aujourd'hui d'estimer de nouveau ces pertes économiques étant donné que les coûts diffèrent d'il y a 11 ans. b) Méthodes diagnostic

FP (faux positifs) Cytologie utérine - Méthode de référence

  Association d'une seconde méthode à la palpation transrectale Comme vu précédemment, la palpation transrectale est la méthode la plus ancienne et encore largement utilisée sur le terrain par les praticiens pour suivre l'involution utérine au cours du postpartum. Elle est, la plupart du temps, associée à une autre méthode diagnostique. Au cours de leur étude,[START_REF] Bonnett | Associations of clinical findings, bacteriological and histological results of endometrial biopsy with reproductive performance of postpartum dairy cows[END_REF] ont associé la palpation à l'examen histologique par biopsie endométriale. Cela a montré une meilleure sensibilité, de 46 %, par rapport à la palpation seule. La pratique de l'histologie en routine est cependant impossible. L'association de l'examen vaginoscopique à la palpation transrectale permet une meilleure prédiction de l'avenir reproducteur de la vache comme l'expliquentLeBlanc et al. (2002). La spécificité est alors de 88% avec les critères diagnostiques de retard d'involution suivants : présence de pus au vaginoscope ou col >7.5 cm de diamètre à la palpation entre 20 et 30 jours postpartum ou présence de glaires vaginales mucopurulentes au-delà de 26 jours postpartum. Deguillaume, Chastant-Maillard (2009) ajoutent qu'il s'agit d'une association de méthode intéressante car elle n'augmente pas le nombre de faux positifs par rapport à l'examen vaginoscopique utilisé seul.[START_REF] Kusaka | Combined use of nonlaboratory methods for the practical diagnosis of endometritis in postpartum dairy cows[END_REF] précisent que le Metricheck étant aussi précis que le vaginoscope, l'association de cet outil avec l'échographie est pratique, peu chère et donc pertinente. Ils soulèvent cependant quelques limites à toutes les études travaillant sur ces méthodes diagnostiques des retards d'involution utérine : de nombreux facteurs pouvant influencer l'involution utérine varient entre les différentes études (parité des vaches, race, hygiène des élevages, rang de lactation, saisonnalité, alimentation, etc.). Résumé des caractéristiques de l'association des méthodes diagnostiques par V. Buannic.

	c) Association de méthodes Critères diagnostiques 1. Tableau 8 : Association de méthodes Palpation transrectale + Hypertrophie des cornes ou histologie histologie positive (infiltration cellulaire, lymphocytes, épaisseur de l'endomètre, etc)	(Deguillaume 2011; Chastant-Maillard, Plus-value et limites Meilleure sensibilité (46 %) que Deguillaume palpation transrectale seule (21 2012) %) (Bonnett, Wayne Martin, Se (diamètre Meek 1993) col + cornes + consistance Pas réalisable en routine.
	Palpation transrectale +	Pus dans le vagin ou col >7,5 cm	cornes) : 43% Meilleure spécificité (88 %)
	vaginoscope	de diamètre entre 20 et 30 jours	(Deguillaume, par rapport à palpation seule
			postpartum ou glaires	Chastant-(LeBlanc et al. 2002b) sans
			mucopurulentes au-delà de 26 jours	Maillard 2009) augmentation du nombre de
	Échographie transrectale Échographie + cytologie	Retard d'involution et endométrite clinique postpartum Cytologie de l'endomètre positive Hypertrophie col et utérus, liquide hétérogène dans la lumière utérine (infiltration neutrophilique) ou	faux positifs (Deguillaume, Se (liquide) : Chastant-Maillard 2009) 62% Sp : 37% Plus sensible et plus spécifique Avec 52% de qu'échographie seule.
			présence de liquide intra-utérin	FP Pas réalisable en routine.
	Échographie + vaginoscope Présence de glaires purulentes ou	(Deguillaume Meilleure sensibilité que
			mucopurulentes ou liquide intra-	2011) l'échographie seule mais moins
	Examen	Vaginoscope Retard involution du utérin ou hypertrophie de Hyperhémie, oedème bonne spécificité (Barlund et al. Dès 15 Se : 53.9% et
	vaginal Échographie + Metricheck col, endométrite clinique -inflammation génitale l'endomètre Présence de liquide intra-utérin du col, glaires modifiées voire purulentes (scoring) 2008) jours postpartum Meilleure précision Sp : 95.4% (Barlund et al. 2008) échogénique avec du contenu ou diagnostique des inflammations
			glaires mucopurulentes ou	Sécrétions utérines que l'échographie seule
			purulentes entre 3 et 5 semaines		vaginales
			postpartum			purulentes
						Se : 80%
						Sp : 61%
	Méthodes		Diagnostic	Critères diagnostic	Stade postpartum	(Deguillaume Sensibilité (Se) et Spécificité 2011)
		(Sp), VPP (valeur prédictive positive), Inflammation utérine Main gantée Endométrite clinique Glaires modifiées Dès 15 voire purulentes jours (scoring) Metricheck Endométrite clinique Glaires modifiées Dès 15 (endométrite et retard d'involution utérine) % polynucléaires neutrophiles selon le stade postpartum Variations des seuils à partir de 20 jours voire purulentes (scoring) jours Méthode de général, métrites et +/-glaires modifiées endométrites d'immersion de l'outil >27 cm jours référence Metastratum Retard d'involution en Longueur Dès 10 /
	Biopsie utérine	Endométrite	Histologie		postpartum	Se : 92%
	Palpation transrectale Retard d'involution utérine et infection utérine	Hypertrophie col (>7.5cm) et utérus, utérus dans la cavité abdominale, asymétrie des cornes,	Se (diamètres Sp : 77% des cornes) : (Bonnett, 21% (Bonnett, Wayne Martin, Wayne Martin, Meek 1993)
	Bactériologie	Infection bactérienne	consistance des Mise en évidence		Dès 15	Meek 1993) Faible valeur
			utérine	cornes d'agents pathogènes en culture	jours	Se (diamètre du col) : 36% diagnostique (Chastant-
						Sp : 91% Maillard,
						Deguillaume
						2012)

Tableau 7 : Résumé des caractéristiques de chaque méthode de suivi d'involution utérine 2. Association d'une seconde méthode à l'échographie transrectale L'échographie transrectale surestime principalement le nombre de vaches en retard d'involution lorsque le critère « présence de liquide » est utilisé. A ce titre,

[START_REF] Deguillaume | Comment bien diagnostiquer les endométrites chez la vache ?[END_REF] 

indiquent que l'association d'une seconde méthode (palpation transrectale ou vaginoscope) à l'échographie transrectale réduit la sensibilité diagnostic en augmentant le nombre de faux positifs.

[START_REF] Kasimanickam | Endometrial cytology and ultrasonography for the detection of subclinical endometritis in postpartum dairy cows[END_REF] 

ont associé l'échographie à l'examen cytologique de l'endomètre pour déterminer les vaches en retard d'involution. Cette association s'est avérée être une méthode très spécifique (94%) mais peu réalisable en routine sur le terrain.

[START_REF] Barlund | A comparison of diagnostic techniques for postpartum endometritis in dairy cattle[END_REF] 

se sont, eux, intéressés à l'association de l'examen vaginoscopique à partir de 4 semaines postpartum. La sensibilité diagnostique s'est révélée être légèrement supérieure à celle de l'examen vaginoscopique seul. Une légère diminution de la spécificité diagnostique a cependant été rapportée. Plus récemment, plusieurs auteurs se sont penchés sur l'utilisation du Metricheck, en association avec l'échographie transrectale. Ainsi,

Šavc et al. (2016) 

présentent cette association, entre 3 et 5 semaines postpartum, comme une meilleure alternative que l'utilisation d'une des deux méthodes seules. En effet, elle permettrait, d'après leurs résultats, une meilleure valeur prédictive sur l'avenir reproducteur de la vache en détectant de manière correcte les inflammations utérines et retards d'involution.

Pour rappel, la sensibilité et la spécificité d'un test diagnostique évaluent la performance de ce dernier par rapport au test de référence dit « gold standard » (qui s'avère être la cytologie utérine dans notre cas). Ainsi, la sensibilité correspond à la probabilité du résultat positif du test chez les sujets porteurs de la maladie ou taux de vrais positifs. Elle se mesure avec la formule suivante : VP/(VP+FN) avec VP les vrais positifs et FN les faux négatifs. La spécificité se retrouve elle de la manière suivante : VN/(VN+FP) avec VN vrais négatifs et FP faux positifs. Elle correspond à la probabilité du résultat négatif chez les sujets définis comme non malades ou taux de vrais négatifs.

  La comparaison de l'efficacité diagnostique des trois méthodes au cours du temps a été réalisée à l'aide d'une régression logistique. Le diagnostic de retard d'involution utérine ou non retard est une variable binaire qui a été considérée comme la variable réponse. Les variables explicatives sont le temps et la méthode diagnostique utilisée. Ainsi le temps est mesuré par le nombre de jours postpartum. Les trois méthodes (palpation, échographie transrectale ou AlphaVision) constituent, quant à elles, les modalités de la variable qualitative nommée « Méthode ».Tableau 10 : images échographiques de la vache 5109 (les images des ovaires sont consultables en annexe).

	Tableau 9 : Résultats des examens de la vache 5109.					
	Vache 5109 Vache 5109	15 JPP	15 JPP		22 JPP	22 JPP		28 JPP	28 JPP	43 JPP 43 JPP
	Palpation transrectale Echographie	Col : 5 cm de diamètre ; Cornes : symétriques dans la	Col : 3 cm de diamètre ; Cornes utérines : droite à 2,5	Col : 3 cm de diamètre ; Cornes utérines :	Col : 2 cm de diamètre ; Cornes utérines : symétriques
		cavité pelvienne de 3 cm de	cm et corne gauche à 2 cm de	symétriques dans la cavité	dans la cavité pelvienne à 2,5
		diamètre ;				diamètre dans la cavité	pelvienne de 2 cm de	cm de diamètre chacune ;
		Ovaires : petits au repos.		pelvienne ;			diamètre chacune ;	Ovaires : sans formation à
						Ovaires : petits au repos.	Ovaires : lisses au repos ;	leur surface.
										Utérus tonique.
	Echographie	Col : 4,7 cm de diamètre ;		Col : 4 cm de diamètre ;	Col : 3,2 cm de diamètre ;	Col : 3,2 cm de diamètre ;
		Corne utérine droite : 2,8	Cornes utérines droite et	Corne droite : 1,7 cm de	Cornes utérines : symétriques
		cm ; Corne utérine gauche :	gauche : symétriques dans la	diamètre ;	à 2,3 cm de diamètre ;
		2,9 cm de diamètre ;		cavité pelvienne à 2,3 cm de	Corne gauche : 1,4 cm de	Ovaires : lisses au repos.
		Ovaires : follicule de 9 mm	diamètre ;			diamètre ;
		sur l'ovaire droit, ovaire	Ovaires : droit lisse, ovaire	Ovaires : lisses au repos.
		gauche petit au repos.		gauche petit et lisse.
	AlphaVision	Col ouvert, hétérogène, rose	Col fermé, rose pâle,	Col fermé, rose pâle,	Col fermé, homogène, rose
		foncé avec présence de	hétérogène, avec des glaires	homogène, avec des glaires	pâle avec des glaires
		lochies.				translucides.			translucides.	translucides.
	Conclusion de l'examen	L'involution	utérine	ne	Involution utérine en cours	Involution utérine terminée	Involution	utérine	et
		présente aucun retard. Elle	sans	retard	(conclusion	avec réduction minimale des	cervicale terminée étant
		pourrait être considérée	identique	à	l'examen	cornes utérines, involution du	donné l'absence d'évolution
		comme terminée au regard	précédent : le col reste	col toujours en cours sans	avec l'examen gynécologique
		des		caractéristiques	légèrement hypertrophié).	retard.	précédent.
		morphologiques observées				
		excepté le diamètre du col qui				
		reste relativement élevé.					
	f) Méthode statistique								

  Tableau 11 : Résultats des examens AlphaVision de la vache 5109.

	Vache 5109 AlphaVision Tableau 12 : Résultats des examens de la vache 5190. 15 JPP Vache 5190 19 JPP	Figure 39 : col 25 JPP	Observations Col congestionné 32 JPP	39 JPP
	Palpation transrectale	Col : 5 cm de diamètre ; Cornes utérines droite et gauche : dans la cavité pelvienne respectivement à	de la vache 5109 observé à Col : 3 cm de diamètre ; Corne utérine droite : 3 cm de l'AlphaVision à diamètre ; 15 jours PP. Corne gauche : 2,5 cm de	avec présence de Col : 3 cm de diamètre ; lochies. Cornes utérines : symétriques dans la cavité pelvienne à 2,5 cm de diamètre ;	Col : 3 cm de diamètre ; Cornes utérines : symétriques à 2,5 cm de diamètre chacune ; Ovaire droit : lisse ;
		2,5 cm et 5 cm de	diamètre ;		Follicule sur l'ovaire droit et	Présence d'un corps jaune et d'un
		diamètre ; Ovaire droit	Ovaire droit avec follicule ;	ovaire gauche au repos.	follicule sur l'ovaire gauche.
		avec follicule < 10 mm de	Ovaire gauche au repos.	
		diamètre ;			
		Ovaire gauche lisse au			
		repos.			
	Echographie	Col : 3,8 cm de diamètre ;	Col : 3,6 cm de diamètre ; Cornes	Col : 3,2 cm ;	Col : 2,1 cm ;
	22 JPP	Cornes : droite à 2,2 cm de diamètre et gauche à 2,5 cm ; Ovaire droit : corps jaune et follicule ; Ovaire gauche : au repos.	utérines : droite et gauche à 2,8 et Figure 40 : col 2,6 cm de diamètre ; de la vache 5109 Ovaires lisses au repos. observé à l'AlphaVision à 22 JPP.	Col fermé, rose pâle, hétérogène, avec des glaires translucides. Cornes utérines : droite et gauche à respectivement 1,9 et 1,7 cm ; Corps jaune de 14 mm sur l'ovaire droit avec un follicule ;	Corne utérine droite : 2,0 cm de diamètre ; Corne gauche : 2,1 cm ; Corps jaune de 12 mm sur l'ovaire droit ; Follicule de 15 mm sur l'ovaire
					Ovaire gauche : au repos.	gauche.
	AlphaVision	Col fermé, homogène, rose	Col fermé, homogène, rose pâle,	Col fermé, homogène, rose
		pâle, luisant.	mucus translucide.	pâle avec glaire translucide.
	28 JPP			Figure 41 : col de la vache 5109 observé à 28 JPP via l'AlphaVision.	Col fermé, rose pâle, homogène, avec des glaires translucides.
	43 JPP			Figure 42 : col de la vache 5109 observé à l'AlhaVision à 43 JPP.	Col fermé, homogène, rose pâle avec des glaires translucides.

  Tableau 13 : Images échographiques de la vache 5190.

	Vache 5190	19 JPP	25 JPP	32 JPP		39 JPP
	Echographies				
				Involution utérine en cours	Involution utérine physiologique
				voire terminée étant donné la	sans retard. Elle peut être
				symétrie des cornes, le faible	considérée comme terminée, au
				diamètre du col et l'aspect	moins sur l'aspect macroscopique.
				régulier du col utérin.	Finalement, l'involution utérine et
					cervicale de la vache 5190 a duré 39
					jours maximum. En effet, entre 32 et
					39 jours, le col utérin a diminué de
					nouveau,	synonyme	d'une
					involution toujours en cours.

  Tableau 14 : Résultats des examens Alphavision de la vache 5190.

	Vache 5190	AlphaVision	Observations
	19 JPP		Col fermé,
			homogène, rose
			pâle, luisant.
	25 JPP		Col fermé,
			homogène, rose
			pâle, mucus
			translucide.
	32 JPP		Col fermé,
			homogène, rose
			pâle avec glaire
			translucide.
	39 JPP		Col ouvert, rose
			pâle à rose foncé
			congestif avec
			glaire translucide.

  Tableau 24 : Diagnostic des retards d'involution utérine par palpation transrectale. L'échographie a diagnostiqué 29 retards d'involution utérines dont 18 infections : 6 retards dont 6 infections entre 15 et 20 jours PP, 3 retards dont 3 infections entre 20 et 25 jours PP, 6 retards dont 6 infections entre 26 et 30 jours PP, 14 retards d'involution dont 3 infections utérines au-delà de 30 jours PP (Tableau 25). La répartition des diagnostics selon les stades postpartum est plus homogène que pour la palpation transrectale. Le nombre de jours postpartum moyen est de 28,3 jours au moment du diagnostic de retard. Tableau 25 : Diagnostic de retard d'involution utérine par échographie transrectale. L'utilisation de l'AlphaVision a permis de diagnostiquer 27 retards d'involution utérine dont 27 infections utérines : 10 retards dont 10 infections entre 15 et 20 jours PP, 3 retards et infections entre 20 et 25 jours PP, 8 entre 26 et 30 jours PP, 6 au-delà de 30 jours PP. La moitié des diagnostics de retards d'involution utérine est avant 20 jours (Tableau 26). Le nombre de jours postpartum moyen au moment du diagnostic est de 23,8 jours. L'utilisation de l'AlphaVision n'a mis en évidence aucun retard d'involution utérine sur les critères morphologiques du col avancés en absence d'infection utérine (hyperhémie/congestion, hypertrophie du col avec oedème). D'après les résultats, le diagnostic de retard d'involution utérine est plus précoce au cours du postpartum à l'aide de l'AlphaVision que par palpation ou échographies transrectales. Il est cependant important de noter qu'une vache diagnostiquée en retard d'involution utérine par une méthode ne l'est pas systématiquement par une autre. Ainsi un retard d'involution utérine chez une même vache peut être diagnostiqué par une méthode seule, deux méthodes ou les trois. Seulement 5 vaches ont été diagnostiquées en retard d'involution utérine avec les 3 méthodes. 10 vaches ont été diagnostiquées en retard d'involution par palpation transrectale et échographie. 10 autres ont été diagnostiquées en retard à la fois par AlphaVision et par échographie. Finalement, une seule vache a été déclarée en retard d'involution utérine par AlphaVision et palpation transrectale. 5 vaches ont été diagnostiquées en retard par les 3 méthodes disponibles à la fois (Tableau 27).Tableau 27 : Diagnostic de retard d'involution utérine à partir de 15 JPP selon la méthode ou l'association de méthodes. L'effectif total d'examens est de 121. Comparaison des méthodes diagnostiques par régression logistique Les différents résultats obtenus aux examens transrectaux (palpation et échographie) et vaginaux ont été analysés à l'aide d'une régression logistique. Ils sont significativement différents de zéro ce qui veut dire qu'ils sont tous statistiquement interprétables. Tous les examens de vaches survenant après une injection de prostaglandines ont été écartés pour préserver l'indépendance des différents examens réalisés sur une même vache au fil du temps. Finalement, 118 examens ont été retenus pour l'analyse qualitative des résultats. La méthode diagnostique AlphaVision a été utilisée comme méthode comparative. La méthode échographique est significativement différente de l'AlphaVision (p value = 0,00956< 0,05). Le coefficient de -2,99767 indique que l'AlphaVision révèle plus de retard d'involution utérine que la méthode échographique tout stade postpartum confondu. Ainsi, la probabilité de diagnostiquer un retard d'involution utérine via l'AlphaVision est supérieure à l'utilisation de l'échographie transrectale peu importe le nombre de jours postpartum. La même observation est réalisée entre l'AlphaVision et la palpation transrectale (p value = 2,36.10 -5 < 0,05) peu importe le stade postpartum. Lorsque le nombre de jours postpartum est inclus dans la comparaison, les résultats demeurent similaires : l'AlphaVision détecte plus de retard d'involution utérine avec l'augmentation du nombre de jours postpartum. Cependant, avec un coefficient de 0,11008, l'échographie transrectale présente une augmentation de sa probabilité de diagnostiquer un retard d'involution utérine plus importante au fil du temps. Ce résultat est significatif avec une p-value de 0,00811 (<0,05). La même observation est faite pour la méthode palpation transrectale avec un coefficient de 0,20587 et p-value de 6,94.10 -6 . Elle est donc d'autant plus marquée lors de la palpation : plus le nombre de jours postpartum augmente, plus la probabilité de diagnostiquer un retard d'involution augmente. Tableau 28 : Résultats de la régression logistique comparant les trois méthodes diagnostiques en fonction du nombre de jours postpartum

	Associations de méthodes	Nombre de vaches diagnostiquées en retard
							d'involution utérine
		PTR seule				32
		Echo seule				29
		AV seul				27
	Stade postpartum PTR + écho Nombre de diagnostic de	Nombre de	10	Prévalence observée
		AV + PTR	retard d'involution	diagnostic	1	par catégorie
	AV + écho PTR + écho + AV	utérine	d'infection utérine par présence de liquide dans la 10 5	postpartum des retards d'involution utérine
	15-20 jours 20-25 jours 26-30 jours >30 jours Stade postpartum 15-20 jours 20-25 jours 26-30 jours >30 jours 2. 0 '***' 0,001 '**'	lumière utérine 6 3 6 3 Total : 18 Tableau 26 : Résultats de la méthode AlphaVision 6/20 3/28 6/31 14/42 Total : 29 Nombre de diagnostic de retard d'involution utérine Nombre de diagnostic d'infection utérine par présence de pus 10/20 10 3/28 3 8/31 8 6/42 6 Total : 27 Total : 27	30 % 10,7 % 19,4 % 33,3 % 23,9 % Prévalence observée par catégorie postpartum des retards d'involution utérine 50 % 10,7 % 25,8 % 14,3 % 22,3 %
	Stade postpartum Estimate =		Nombre de diagnostic de Error z value -erreur Prévalence observée p-value -Pr(>z)
			log(odd ratio)	retard d'involution	(en %) par catégorie standard
	Méthode		0,88156		utérine 0,89751	postpartum des 0,982 0,32598
	AlphaVision						retards d'involution
	Méthode Echo		-2,99767		1,15674	utérine -2,591	0,00956**
	Méthode PTR	15-20 jours -5,53586		0 1,30943	-4,228	0 %	2,36.10 -5 ***
	JPP	20-25 jours -0,08976		7/28 0,03390	-2,648	25 %	0,00810**
	26-30 jours MethodeEcho : JPP 0,11008		4/31 0,04158	12,9 % 2,647	0,00811**
	>30 jours MethodePTR : JPP 0,20587		21/42 0,04579	4,496	50 %	6,94.10 -6 ***
						Total : 32	26,4 %

  L'AlphaVision permet un suivi de l'involution utérine dès 15 jours postpartum et la détection des retards et infections potentiels. Son utilisation est facilement accessible au praticien. L'usage détourné de ce pistolet d'insémination permet un diagnostic plus précoce de retard d'involution utérine qu'à la simple réalisation d'une palpation transrectale ou d'une échographie transrectale. La caméra offre de belles images des voies génitales postérieures. Elle permet l'appréciation des lésions dues aux vêlages, des glaires tout comme l'aspect du col. La description morphologique peut apporter des informations sur le moment du cycle oestral reflétant la présence d'un corps jaune ou de follicule(s) à la surface des ovaires. Son utilisation seule par ailleurs ne répond pas aux besoins du vétérinaire praticien lorsque le col utérin est fermé et qu'aucun écoulement des voies génitales postérieures n'est observable. Son association avec une méthode d'exploration rectale à travers une palpation et/ou une échographie est pertinente pour limiter les biais de chaque méthode. Le choix appartient alors au vétérinaire. A travers ce travail, l'AlphaVision apparaît comme un outil pertinent à la pratique vétérinaire. Cette étude préliminaire ouvre la voie à une nouvelle méthode diagnostique. Sa sensibilité et sa spécificité diagnostiques restent cependant à établir.

	Vache 5190 Vache 5187 Vache 5195	Images échographiques des ovaires Échographies Echographies	Observations Observations Observations
	19 JPP 28 JPP 17 JPP		A gauche : ovaire droit avec présence d'un corps jaune et d'un follicule < 10 mm de A gauche : corps A gauche : corps jaune de 16 mm jaune sur l'ovaire sur l'ovaire droit ; droit, A droite : ovaire
			diamètre ; A droite : ovaire gauche au repos A droite : ovaire avec quelques gauche au repos. petits follicules.
			gauche lisse au repos
	25 JPP		A gauche : ovaire droit
	34 JPP 24 JPP		lisse au repos ; A gauche : ovaire A gauche : corps droit au repos, jaune présent sur A droite : ovaire gauche lisse au repos l'ovaire droit ; A droite : ovaire A droite : follicule gauche au repos. de 14 mm sur
			l'ovaire droit
	32 JPP		A gauche : ovaire droit
	30 JPP 41 JPP		avec corps jaune de 14 Follicule sur mm, A gauche : ovaire l'ovaire droit.
			A gauche : ovaire droit avec
			gauche petit et lisse follicule ;
			A droite : ovaire
			gauche petit et
			lisse.
	39 JPP		A gauche : ovaire droit
			avec corps jaune ;
			A droite : ovaire
			gauche avec follicule
			de 15mm.

2.2 Modifications de l'endomètre : dégénérescence, nécrose et régénération La placentation cotylédonaire des ruminants organise la communication mère/foetus par le biais des caroncules, structure de l'endomètre maternel, et des cotylédons, structure de l'allantochorion foetal. Lorsque l'allantochorion rompt lors du vêlage, les caroncules maternels font 70 mm de long, 35 mm de large et 25 mm d'épaisseur. Ils sont encore associés à la masse caronculaire (ou cotylédons). En l'espace de 48h postpartum, la nécrose de la surface des cotylédons puis de leur masse s'initie rapidement via la vasoconstriction locale généralisée et une infiltration leucocytaire : l'ensemble de la structure cotylédonaire et caronculaire est désorganisée. Au 5 ème jour, la totalité de l'épaisseur des caroncules se nécrose également. Les débris de nécrose sont alors libérés dans la lumière utérine, découvrant des artérioles à la surface de l'endothélium et colorant les lochies de rouge par le biais des saignements. Au 10 ème jour post-partum, la quasi-totalité du tissu nécrotique est partie et au 15 ème jour l'endothélium est à nu, présentant des vaisseaux sanguins faisant protrusion dans la lumière utérine. Au 19 ème jour, les vaisseaux ont régressé et la surface des caroncules de l'endothélium se recouvre peu à peu du nouvel épithélium régénéré. Cet épithélium est obtenu par croissance cellulaire centripète depuis les glandes utérines. L'épithélialisation des caroncules est terminée au 25 ème jour post-partum : les caroncules font alors 10-15mm de long. Leur régression se poursuit pendant quelques jours encore : à J40-60, il ne s'agit plus que de légères bosses de l'endothélium de 4-8 mm de diamètre et de 4-6mm de haut. Chez les multipares, les caroncules sont pigmentées par de la mélanine et gardent une base vasculaire plus développée que les primipares[START_REF] Gier | Uterus of the cow after parturition : involutional changes[END_REF][START_REF] Noakes | Physiology of the puerperium[END_REF]. Au niveau des zones inter-caronculaires de l'endothélium, indemnes de lésions au vêlage, la régénération de l'épithélium débute immédiatement, sans étape de nécrose nécessaire et se termine au huitième jour du post-partum. Au niveau des cryptes des caroncules, des éléments d'allantochorion peuvent persister à la suite du vêlage et nécessiter une nécrose en masse avec les parties cotylédonaires.